background image

AVMA Guidelines on

Euthanasia

(Formerly Report of the AVMA Panel on Euthanasia)

_________________________________

June 2007

Caution

- The AVMA Guidelines on Euthanasia (formerly the 2000 Report of the AVMA Panel on Euthanasia)

have been widely misinterpreted. Please note the following:

ď‚·

The guidelines are in no way intended to be used for human lethal injection.

ď‚·

The application of a barbiturate, paralyzing agent, and potassium chloride delivered in separate syringes or
stages (the common method used for human lethal injection) is not cited in the report.

ď‚·

The report never mentions pancuronium bromide or Pavulon, the paralyzing agent used in human lethal
injection.

background image

AVMA Guidelines on Euthanasia

(Formerly Report of the AVMA Panel on Euthanasia)

Table of Contents

background image

AVMA Guidelines on Euthanasia

(Formerly Report of the AVMA Panel on Euthanasia)

Table of Contents

background image

PREFACE 

At  the  request  of  the  American  Veterinary  Medical 

Association’s  (AVMA)  Council  on  Research,  the 
Executive  Board  of  the  AVMA  convened  a  Panel  on 
Euthanasia  in  1999  to  review  and  make  necessary  revi­
sions  to  the  fifth  Panel  Report,  published  in  1993.

The  Report  of  the  2000  AVMA  Panel  on  Euthanasia 
was  published  in  the 

Journal  of  the  American 

Veterinary  Medical  Association

.

216 

In  that  version  of 

the  report,  the  panel  updated  information  on 
euthanasia  of  animals  in  research  and  animal care and 
control facilities; expanded information  on  ectothermic, 
aquatic,  and  fur-bearing  animals;  added  information 
on  horses  and  wildlife;  and  deleted  methods or agents 
considered 

unacceptable. 

Because 

the 

panel’s 

deliberations were based on currently available scientific 
information,  some  euthanasia  methods  and  agents  are 
not discussed. 

In  2006,  the  AVMA  Executive  Board  approved  a 

recommendation  that  the  AVMA  convene  a  panel  of 
scientists  at  least  once  every  10  years  to  review  all 
literature  that  scientifically  evaluates  methods  and 
potential  methods  of  euthanasia  for  the  purpose  of 
producing  AVMA  Guidelines  on  Euthanasia.  During 
interim  years,  requests  for  inclusion  of  new  or  altered 
euthanasia  procedures  or  agents  in  the  AVMA 
Guidelines  on  Euthanasia  are  directed  to  the  AVMA 
Animal  Welfare  Committee  (AWC).  Revisions  are 
based on a thorough evaluation of the available science 

and require Executive Board approval. The first interim 
revision, approved in 2006, is the addition of a physical 
method  (maceration)  for  euthanasia  of  chicks,  poults, 
and  pipped  eggs.  Substantive  interim  additions  in  the 
Guidelines are indicated by text that is underlined. 

Welfare  issues  are  increasingly  being  identified  in 

the  management  of  free-ranging  wildlife,  and  the  need 
for  humane  euthanasia  guidelines  in  this  context  is 
great.  Collection  of  animals  for  scientific  investiga­
tions,  euthanasia  of  injured  or  diseased  wildlife 
species, removal of animals causing damage to property 
or  threatening  human  safety,  and  euthanasia  of  animals 
in  excess  population  are  drawing  more  public 
attention.  These  issues  are  acknowledged  in  these 
guidelines  and  special  considerations  are  described  for 
handling  animals  under  free-ranging  conditions, 
where  their  needs  are  far  different  from  those  of  their 
domestic counterparts. 

These guidelines are intended for use by members 

of  the  veterinary  profession  who  carry  out  or  oversee 
the  euthanasia  of  animals.  Although  the  guidelines  may 

be interpreted and understood by a broad segment of the 
general  population,  a  veterinarian  should  be  consulted 
in the application of these recommendations. The practice 
of  veterinary  medicine  is  complex  and  involves  diverse 
animal  species.  Whenever  possible,  a  veterinarian 
experienced  with  the  species  in  question  should  be 
consulted  when  selecting  the  method  of  euthanasia, 
particularly  when  little  species-specific  euthanasia 

research has been done.  Although interpretation and  use 
of  these  guidelines  cannot  be  limited,  the  AVMA’s 
overriding commitment is to give veterinarians guidance 
in  relieving  pain  and  suffering of animals that are to  be 
euthanatized. The recommendations in these guidelines are 
intended to serve as guidance for veterinarians who must 
then  use professional judgment in applying them to  the 
various settings where animals are to be euthanatized. 

INTRODUCTION 

The  term  euthanasia  is  derived  from  the  Greek 

terms 

eu 

meaning good and 

thanatos 

meaning death.

“good  death”  would  be  one  that  occurs  with  minimal 
pain  and  distress.  In  the  context  of  these  guidelines, 
euthanasia  is  the  act  of  inducing  humane  death  in  an 
animal.  It  is  our  responsibility  as  veterinarians  and 
human  beings  to  ensure  that  if  an  animal’s  life  is  to  be 
taken, it is done with the highest degree of respect, and 
with  an  emphasis  on  making  the  death  as  painless  and 
distress free as possible. Euthanasia techniques should 
result  in  rapid  loss  of  consciousness  followed  by 
cardiac  or  respiratory  arrest  and  the  ultimate  loss  of 
brain  function.  In  addition,  the  technique  should 
minimize  distress  and  anxiety  experienced  by  the 
animal  prior  to  loss  of  consciousness.  The  panel 

recognized  that the absence of pain and distress cannot 
always be achieved. These guidelines attempt to balance 
the ideal of minimal pain and distress with the reality of 
the  many  environments  in  which  euthanasia  is 
performed. A veterinarian with appropriate training and 
expertise for the species involved should be consulted to 
ensure that proper procedures are used. 

Criteria  for  painless  death  can  be  established  only 

after the mechanisms of pain are understood. Pain is that 
sensation  (perception)  that  results  from  nerve  impulses 
reaching  the  cerebral  cortex  via  ascending  neural 
pathways. Under normal circumstances, these pathways 
are  relatively  specific,  but  the  nervous  system  is 
sufficiently  plastic  that  activation  of  nociceptive 
pathways does not always result in pain and stimulation 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

of  other  (non-nociceptive)  peripheral  and  central 
neurons  can  give  rise  to  pain.  The  term  nociceptive  is 
derived  from  the  word 

noci 

meaning  to  injure  and 

cep­

tive 

meaning to receive, and is used to describe neuronal 

input caused  by noxious  stimuli,  which threaten to, or 
actually  do,  destroy  tissue.  These  noxious  stimuli 
initiate nerve impulses by acting at primary nociceptors 
and other sensory nerve endings that respond to noxious 
and  non-noxious  stimuli  from  mechanical,  thermal,  or 
chemical activity. Endogenous chemical substances such 
as  hydrogen  ions,  potassium  ions,  ATP,  serotonin, 
histamine,  bradykinin,  and  prostaglandins,  as  well  as 
electrical  currents,  are  capable  of  generating  nerve 
impulses  in  nociceptor  nerve  fibers.  Activity  in 

nociceptive pathways can also be triggered in normal­
ly  silent  receptors  that  become  sensitized  by  chronic 
pain conditions.

3,4 

Nerve  impulse  activity  generated  by  nociceptors  is 

conducted  via  nociceptor  primary  afferent  fibers  to  the 
spinal  cord  or  the  brainstem  where  it  is  transmitted  to 
two  general  sets  of  neural  networks.  One  set  is 
related  to  nociceptive  reflexes  (eg,  withdrawal  and 
flexion reflexes) that are mediated at the spinal level, and 
the  second  set  consists  of  ascending  pathways  to  the 
reticular  formation,  hypothalamus,  thalamus,  and 
cerebral cortex (somatosensory cortex and limbic system) 
for sensory processing. It is important to understand that 
ascending  nociceptive  pathways  are  numerous,  often 

redundant,  and  are  capable  of  considerable  plasticity 
under  chronic  conditions  (pathology  or  injury). 
Moreover,  even  the  transmission  of  nociceptive  neural 
activity  in  a  given  pathway  is  highly  variable.  Under 
certain  conditions,  both  the  nociceptive  reflexes  and 
the  ascending  pathways  may  be  suppressed,  as,  for 
example,  in  epidural  anesthesia.  Under  another  set  of 
conditions,  nociceptive  reflex  actions  may  occur,  but 
activity  in  the  ascending  pathways  is  suppressed;  thus, 
noxious  stimuli  are  not  perceived  as  pain.  It  is  incor­
rect to  use the term pain for  stimuli, receptors, reflex­
es,  or  pathways  because  the  term  implies  perception, 
whereas  all  the  above  may  be  active  without  conse­
quential pain perception.

5,6 

Pain  is  divided  into  two  broad  categories:  (1)  sen­

sory-discriminative,  which  indicates  the  site  of  origin 
and  the  stimulus  giving  rise  to  the  pain;  and  (2)  moti­
vational-affective  in  which  the  severity  of  the  stimulus 
is  perceived  and  the  animal’s  response  is  determined. 
Sensory-discriminative  processing  of  nociceptive 
impulses  is  most  likely  to  be  accomplished  by  subcor­
tical  and  cortical  mechanisms  similar  to  those  used  for 
processing  other  sensory-discriminative  input  that  pro­

vides  the  individual  with  information  about  the  inten­
sity,  duration,  location,  and  quality  of  the  stimulus. 
Motivational-affective  processing  involves  the  ascend­
ing  reticular  formation  for  behavioral  and  cortical 
arousal. It also involves thalamic input to the forebrain 
and  the  limbic  system  for  perceptions  such  as  discom­
fort,  fear,  anxiety,  and  depression.  The  motivational-
affective neural networks also  have strong inputs to the 
limbic  system,  hypothalamus  and  the  autonomic  ner­
vous  system  for  reflex  activation  of  the  cardiovascular, 
pulmonary,  and  pituitary-adrenal  systems.  Responses 
activated  by these systems  feed  back to  the forebrain 
and  enhance  perceptions  derived  via  motivational-
affective  inputs.  On  the  basis  of  neurosurgical  experi­
ence  in  humans,  it  is  possible  to  separate  the  sensory-
discriminative  components  from  the  motivational-
affective components of pain.

For  pain  to  be  experienced,  the  cerebral  cortex  and 

subcortical structures must be functional. If the cerebral 
cortex  is  nonfunctional  because  of  hypoxia,  depression 
by  drugs,  electric  shock,  or  concussion,  pain  is  not 
experienced.  Therefore,  the  choice  of  the  euthanasia 
agent  or  method  is  less  critical if  it is to  be  used  on  an 
animal that is anesthetized or unconscious, provided that 
the animal does not regain consciousness prior to death. 

An  understanding  of  the  continuum  that  repre­

sents stress and distress is essential for evaluating tech­
niques  that  minimize  any  distress  experienced  by  an 
animal being euthanatized. Stress has been defined as 
the effect of physical, physiologic, or emotional factors 
(stressors)  that  induce  an  alteration  in  an  animal’s 
homeostasis  or  adaptive  state.

The  response  of  an  ani­

mal  to  stress  represents  the  adaptive  process  that  is 
necessary to restore the baseline mental and physiolog­
ic  state.  These  responses  may  involve  changes  in  an 
animal’s  neuroendocrinologic  system,  autonomic  ner­
vous  system, and  mental  status that  may result  in  overt 
behavioral  changes.  An  animal’s  response  varies 
according  to  its  experience,  age,  species,  breed,  and 
current physiologic and psychologic state.

Stress and the resulting responses have been divid­

ed  into  three  phases.

10 

Eustress  results  when  harmless 

stimuli  initiate  adaptive  responses  that  are  beneficial  to 
the  animal.  Neutral  stress  results  when  the  animal’s 
response  to  stimuli  causes  neither  harmful  nor  benefi­
cial  effects  to  the  animal.  Distress  results  when  an  ani­
mal’s  response  to  stimuli  interferes  with  its  well-being 
and comfort.

11 

As  with  many  other  procedures  involving  animals, 

some  methods  of  euthanasia  require  physical  handling 
of  the  animal.  The  amount  of  control  and  kind  of 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

restraint  required  will  be  determined  by  the  animal’s 
species,  breed,  size,  state  of  domestication,  degree  of 
taming, presence of painful injury or disease, degree of 
excitement,  and  method  of  euthanasia.  Proper  handling 
is  vital  to  minimize  pain  and  distress  in  animals,  to 
ensure safety of the person performing euthanasia, and, 
often, to protect other people and animals. 

An  in-depth  discussion  of  euthanasia  procedures  is 

beyond  the  scope  of  these  guidelines;  however, 
personnel 

who  perform  euthanasia  must  have 

appropriate  certification  and  training,  experience  with 
the  techniques  to  be  used,  and  experience  in  the 
humane  restraint  of  the  species  of  animal  to  be 
euthanatized, to  ensure that animal  pain  and  distress 
are  minimized  during  euthanasia.  Training  and 
experience  should  include  familiarity  with  the  normal 
behavior  of  the  species  being  euthanatized,  an 
appreciation of  how handling  and restraint affects that 
behavior,  and  an  understanding  of  the  mechanism  by 
which  the  selected  technique  induces  loss  of 
consciousness  and  death.  Prior  to  being  assigned  full 
responsibility  for  performing  euthanasia,  all  personnel 
must  have  demonstrated  proficiency  in  the use of the 
technique  in  a  closely  supervised  environment. 
References provided at the end of this document may be 
useful for training personnel.

12-21 

Selection  of  the  most  appropriate  method  of 

euthanasia  in  any  given  situation  depends  on  the 
species  of  animal  involved,  available  means  of  animal 
restraint,  skill  of  personnel,  number  of  animals,  and 
other  considerations.  Available  information  focuses 
primarily  on  domestic  animals,  but  the  same  general 
considerations should be applied to all species. 

These  guidelines  include  four  appendices  that 

summarize  information  from  the  text.  Appendix  1  lists 
acceptable  and  conditionally  acceptable  methods  of 
euthanasia, categorized by species. Appendices 2 and 3 
provide summaries of characteristics for acceptable and 
conditionally  acceptable  methods  of  euthanasia. 
Appendix  4  provides  a  summary  of  some  unacceptable 
euthanasia  agents  and  methods.  Criteria  used  for 
acceptable,  conditionally  acceptable,  and  unacceptable 
methods  are  as  follows:  acceptable  methods  are  those 
that  consistently  produce  a  humane  death  when  used 

as  the  sole  means  of  euthanasia;  conditionally 
acceptable  methods  are  those  techniques  that  by  the 
nature  of  the  technique  or  because  of  greater  potential 
for  operator  error  or  safety  hazards  might  not 
consistently produce humane death or are methods not 
well  documented  in  the  scientific  literature;  and 
unacceptable  techniques  are  those  methods  deemed 

inhumane  under  any  conditions  or  that  the  panel 
found  posed  a  substantial  risk  to  the  human 
applying  the  technique.  The  guidelines  also 
include  discussion  of  several  adjunctive  methods, 
which  are  those  methods  that  cannot  be  used  as  the 
sole method of euthanasia, but that can be used in con­
junction  with  other  methods  to  produce  a  humane 
death. 

GENERAL CONSIDERATIONS 

In  evaluating  methods  of  euthanasia,  the  panel 

used  the  following criteria:  (1)  ability to  induce  loss  of 
consciousness  and  death  without  causing  pain,  dis­
tress,  anxiety,  or  apprehension;  (2)  time  required  to 
induce loss of consciousness; (3) reliability; (4) safety 
of  personnel;  (5)  irreversibility;  (6)  compatibility  with 
requirement  and  purpose;  (7)  emotional  effect  on 
observers  or  operators;  (8)  compatibility  with  subse­
quent  evaluation,  examination,  or  use  of  tissue;  (9) 
drug  availability and  human  abuse  potential;  (10)  com­
patibility with species, age, and health status; (11) abil­
ity  to  maintain  equipment  in  proper  working  order; 
and  (12)  safety  for  predators/scavengers  should  the 
carcass be consumed. 

The  panel  discussed  the  definition  of  euthanasia 

used  in  these  guidelines  as  it  applies  to  circumstances 
when  the  degree  of  control  over  the  animal  makes  it 
difficult  to  ensure  death  without  pain  and  distress. 
Slaughter of animals for food, fur, or fiber may represent 
such  situations.  However,  the  same  standards  for 
euthanasia  should  be  applied  to  the  killing  of  animals 
for  food,  fur,  or  fiber,  and  wildlife  or  feral  animals. 
Animals  intended  for  food  should  be  slaughtered 
humanely, 

taking 

into 

account 

any 

special 

requirements  of  the  US  Department  of  Agriculture.

22 

Painless  death  can  be  achieved  by  properly  stunning 
the  animal,  followed  immediately  by  exsanguination. 
Handling  of  animals  prior  to  slaughter  should  be  as 
stress  free  as  possible.  Electric  prods  or  other  devices 
should  not  be  used  to  encourage  movement  of  animals 
and  are  not  needed  if  chutes  and  ramps  are  properly 
designed  to  enable  animals  to  be  moved  and 
restrained  without  undue  stress.

23-27 

Animals must not 

be restrained in a painful position before slaughter. 

Ethical  considerations  that  must  be  addressed 

when  euthanatizing  healthy  and  unwanted  animals 
reflect  professional  and  societal  concerns.28,29  These 
issues 

are 

complex 

and 

warrant 

thorough 

consideration by the profession and all those concerned 
with  the  welfare  of  animals.  Whereas  the  panel 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

recognized  the  need  for  those  responsible  for  the 
euthanasia  of  animals to be cognizant of these issues, it 
did  not  believe  that  its  report  was  the  appropriate 
forum  for  an  in-depth discussion of this topic. 

It  is  the  intent  of  AVMA  that  euthanasia  be  per­

formed  in  accordance  with  applicable  federal,  state,  and 
local  laws  governing  drug  acquisition  and  storage,  occu­
pational  safety,  and  methods  used  for  euthanasia  and 
disposal  of  animals.  However,  space  does  not  permit  a 
review of current federal, state, and local regulations. 

The  panel  was  aware  that  circumstances  may  arise 

that are not clearly covered by its report. Whenever such 
situations  arise,  a  veterinarian  experienced  with  the 
species  should  use  professional  judgment  and 
knowledge of clinically acceptable techniques in select­
ing  an  appropriate  euthanasia  technique.  Professional 
judgment  in  these  circumstances  will  take  into  consid­
eration  the  animal’s  size  and  its  species-specific  physi­
ologic  and  behavioral  characteristics.  In  all  circum­
stances,  the  euthanasia  method  should  be  selected  and 

used  with  the  highest  ethical  standards  and  social  con­
science. 

It  is  imperative  that  death  be  verified  after 

euthanasia  and  before  disposal  of  the  animal.  An  ani­
mal  in  deep  narcosis  following  administration  of  an 
injectable  or  inhalant  agent  may  appear  dead,  but 
might  eventually  recover.  Death  must  be  confirmed  by 
examining  the  animal  for  cessation  of  vital  signs,  and 
consideration  given  to  the  animal  species  and 
method  of euthanasia when determining the criteria for 
confirming death. 

ANIMAL BEHAVIORAL CONSIDERATIONS 

The  need  to  minimize  animal  distress,  including 

fear,  anxiety,  and  apprehension,  must  be  considered  in 
determining  the  method  of  euthanasia.  Gentle  restraint 
(preferably  in  a  familiar  and  safe  environment),  careful 
handling,  and  talking  during  euthanasia  often  have  a 
calming  effect  on  animals  that  are used  to  being  han­
dled.  Sedation  and/or  anesthesia  may  assist  in  achiev­
ing  the  best  conditions  for  euthanasia.  It  must  be  rec­
ognized  that any sedatives or  anesthetics  given at  this 
stage that change circulation may delay the onset of the 
euthanasia  agent.  Preparation  of  observers  should  also 
be taken into consideration. 

Animals that are  wild, feral, injured, or  already dis­

tressed  from disease  pose  another  challenge.  Methods 
of  pre-euthanasia  handling  suitable  for  domestic  ani­
mals  may  not  be  effective  for  them.  Because  handling 
may  stress  animals  unaccustomed  to  human  contact 

(eg,  wildlife,  zoo,  and  feral  species),  the  degree  of 
restraint  required  to  perform  any  euthanasia  procedure 
should  be  considered  when  evaluating  various  meth­
ods.  When  handling  these  animals,  calming  may  be 
accomplished by minimizing visual, auditory, and tac­
tile  stimulation.  When  struggling  during  capture  or 
restraint  may  cause  pain,  injury,  or  anxiety  to  the  ani­
mal  or  danger  to  the  operator,  the  use  of  tranquilizers, 
analgesics,  and/or  anesthetics  may  be  necessary.  A 
route  of  injection  should  be  chosen  that  causes  the 
least distress in the animal for which euthanasia must 
be  performed.  Various  techniques  for  oral  delivery  of 
sedatives  to  dogs  and  cats  have  been  described  that 
may be useful under these circumstances.

30,31 

Facial  expressions  and  body  postures  that  indicate 

various  emotional  states  of  animals  have  been 
described  for  some  species.

32-37 

Behavioral  and  physio­

logic  responses  to  noxious  stimuli  include  distress 
vocalization,  struggling,  attempts  to  escape,  defensive 
or  redirected  aggression,  salivation,  urination,  defeca­
tion,  evacuation  of  anal  sacs,  pupillary  dilatation, 
tachycardia,  sweating,  and  reflex  skeletal  muscle  con­
tractions  causing  shivering,  tremors,  or  other  muscular 
spasms.  Unconscious  as  well  as  conscious  animals  are 
capable  of  some  of  these  responses.  Fear  can  cause 
immobility  or  â€śplaying  dead”  in  certain  species,  partic­

ularly  rabbits  and  chickens.  This  immobility  response 
should  not  be  interpreted  as  loss  of  consciousness 
when  the  animal  is,  in  fact,  conscious.  Distress  vocal­
izations, fearful behavior, and release of certain odors 
or  pheromones  by  a  frightened  animal  may  cause  anx­
iety  and  apprehension  in  other  animals.  Therefore,  for 
sensitive species,  it is desirable that other animals not 
be  present  when  individual  animal  euthanasia  is  per­
formed. 

HUMAN BEHAVIORAL CONSIDERATIONS 

When  animals  must  be  euthanatized,  either  as 

individuals  or  in  larger  groups,  moral  and  ethical  con­
cerns  dictate  that  humane  practices  be  observed. 
Human  psychologic  responses  to  euthanasia  of  animals 
need to be considered, with grief at the loss of a life as 
the  most  common  reaction.

38 

There  are  six  circum­

stances  under  which  the  panel  was  most  aware  of  the 
effects of animal euthanasia on people. 

The  first  of  these  is  the  veterinary  clinical  setting 

where  owners  have  to  make  decisions  about  whether 
and  when  to  euthanatize.  Although  many  owners  rely 
heavily  on  their  veterinarian’s  judgment,  others  may 
have misgivings about making their own decision. This 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

is  particularly  likely  if  an  owner  feels  responsible  for 
allowing an animal’s medical or behavioral problem to 
go  unattended  so  that  euthanasia  becomes  necessary. 
When  owners  choose  to  be  present  during  euthanasia, 
they  should  be  prepared  for  what  will  happen.  What 
drugs  are  being  used  and  how  the  animal  could 
respond  should  be  discussed.  Behaviors  such  as  vocal­
ization,  muscle twitches,  failure of the eyelids to  close, 
urination,  or  defecation  can  be  distressing.  Counseling 
services  for  grieving  owners  are  now  available  in  some 

communities

39 

and  telephone  counseling  is  available 

through some veterinary schools.

40,41 

Owners are not the 

only  people  affected  by  euthanasia  of  animals. 
Veterinarians and their staffs may also become attached 
to patients they have known and treated for many years 
and  may  continue  to  struggle  with  the  ethical  implica­
tions of ending an animal’s life. 

The  second  is  animal  care  and  control  facilities 

where  unwanted,  homeless,  diseased,  and  injured  ani­
mals  must  be  euthanatized  in  large  numbers.  Distress 
may develop among personnel directly involved in per­
forming  euthanasia  repeatedly.  Emotional  uneasiness, 
discomfort,  or  distress  experienced  by  people  involved 
with  euthanasia  of  animals  may  be  minimized.  The 
person  performing  euthanasia  must  be  technically  pro­
ficient,  use  humane  handling  methods,  understand  the 
reasons for euthanasia, and be familiar with the method 
of  euthanasia  being  employed  (ie,  what  is  going  to 
happen  to  the  animal).  When  the  person  is  not 
knowledgeable  about  what  to  expect,  he  or  she  may 
mistakenly  interpret  any  movement  of  animals  as 

consciousness  and  a  lack  of  movement  as  loss  of  con­
sciousness. Methods that preclude movement of animals 
are more aesthetically acceptable to most technical staff 
even  though  lack  of  movement  is  not  an  adequate 
criterion for  evaluating euthanasia techniques. Constant 
exposure  to,  or  participation  in,  euthanasia  procedures 
can cause a psychologic state  characterized  by a strong 
sense  of  work  dissatisfaction  or  alienation,  which  may 

be expressed by absenteeism, belligerence, or careless 
and  callous  handling  of  animals.

42 

This  is  one  of  the 

principal  reasons  for  turnover  of  employees  directly 
involved  with repeated animal euthanasia. Management 
should be aware of potential personnel problems related 
to  animal  euthanasia  and  determine  whether  it  is 
necessary  to  institute  a  program  to  prevent, decrease, 
or eliminate this problem. Specific coping strategies can 
make  the  task  more  tolerable.  Some  strategies  include 
adequate  training  programs  so  that  euthanasia  is 
performed  competently,  peer  support  in  the  workplace, 
professional  support  as  necessary,  focusing  on  animals 

that  are  successfully  adopted  or  returned  to  owners, 
devoting some work time to educational  activities, and 
providing time off when workers feel stressed. 

The  third  setting  is  the  laboratory.  Researchers, 

technicians,  and  students  may  become  attached  to  ani­
mals  that  must  be  euthanatized.

43 

The  same  considera­

tions  afforded  pet  owners  or  shelter  employees 
should be provided to those working in laboratories. 

The  fourth  situation  is  wildlife  control.  Wildlife 

biologists,  wildlife  managers,  and  wildlife  health  pro­
fessionals  are  often  responsible  for  euthanatizing  ani­
mals that are injured, diseased, in excessive number, or 
that  threaten  property  or  human  safety.  Although  relo­
cation  of  some  animals  is  appropriate  and  attempted, 
relocation is often only a temporary solution to a larger 
problem.  People  who  must  deal  with  these  animals, 
especially  under  public  pressure  to  save  the  animals 
rather  than destroy  them,  can  experience extreme  dis­
tress and anxiety. 

The  fifth  setting  is  livestock  and  poultry  slaughter 

facilities.  The  large  number  of  animals  processed  daily 
can take a heavy toll on employees physically and emo­
tionally.  Federal  and  state  agricultural  employees  may 
also  be  involved  in  mass  euthanasia  of  poultry  and 
livestock in the face of disease outbreaks, bioterrorism, 
and natural disasters. 

The  last  situation  is  public  exposure.  Because 

euthanasia of zoo animals, animals involved in roadside 
or  racetrack  accidents,  stranded  marine  animals, 
nuisance  or  injured  wildlife,  and  others  can  draw 
public  attention,  human  attitudes  and  responses 
should  be  considered  whenever  animals  are  euthana­
tized.  Natural  disasters  and  foreign  animal  disease 
programs  also  present  public  challenges.  These  con­
siderations,  however,  should  not  outweigh  the  primary 
responsibility  of  using  the  most  rapid  and  painless 
euthanasia method possible under the circumstances. 

MODES OF ACTION OF EUTHANATIZING 

AGENTS 

Euthanatizing  agents  cause  death  by  three  basic 

mechanisms:  (1)  hypoxia,  direct  or  indirect;  (2)  direct 
depression  of  neurons  necessary  for  life  function;  and 
(3)  physical  disruption  of  brain  activity  and  destruc­
tion of neurons necessary for life. 

Agents  that  induce  death  by  direct  or  indirect 

hypoxia  can  act  at  various  sites  and  can  cause  loss  of 
consciousness at different rates. For death to be pain­
less  and  distress-free,  loss  of  consciousness  should  pre-

AVMA Guidelines on Euthanasia 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

cede loss of motor activity (muscle movement). Loss of 
motor activity, however, cannot be equated with loss of 
consciousness  and  absence  of  distress.  Thus,  agents 
that  induce  muscle  paralysis  without  loss  of  con­
sciousness  are  not  acceptable  as  sole  agents  for 
euthanasia  (eg,  depolarizing  and  nondepolarizing  mus­
cle  relaxants,  strychnine,  nicotine,  and  magnesium 
salts).  With  other  techniques  that  induce  hypoxia, 
some animals may have motor activity following loss of 
consciousness,  but  this  is  reflex  activity  and  is  not  per­
ceived by the animal. 

A  second  group  of  euthanatizing  agents  depress 

nerve cells of the brain,  inducing  loss  of consciousness 
followed  by  death.  Some  of  these  agents  release  inhibi­
tion of  motor  activity during  the  first  stage of  anesthe­
sia,  resulting  in  a  so-called  excitement  or  delirium 
phase,  during  which  there  may  be  vocalization  and 
some muscle contraction. These responses do not appear 
to  be  purposeful.  Death  follows  loss  of  consciousness, 
and  is  attributable  to  cardiac  arrest  and/or  hypoxemia 
following direct depression of respiratory centers. 

Physical  disruption  of  brain  activity,  caused  by 

concussion, direct destruction of the brain, or electri­
cal  depolarization  of  neurons,  induces  rapid  loss  of 
consciousness.  Death  occurs  because  of  destruction  of 
midbrain  centers  controlling  cardiac  and  respiratory 
activity or as a result of adjunctive methods (eg, exsan­
guination) used to kill the animal. Exaggerated muscular 
activity can follow loss of consciousness and, although 
this  may  disturb  some  observers,  the  animal  is  not 
experiencing pain or distress. 

INHALANT AGENTS 

Any  gas  that  is  inhaled  must  reach  a  certain  con­

centration  in  the  alveoli  before  it  can  be  effective; 
therefore,  euthanasia  with  any  of  these  agents  takes 
some  time.  The  suitability  of  a  particular  agent 
depends  on  whether  an  animal  experiences  distress 
between  the  time  it  begins  to  inhale  the  agent  and  the 
time  it  loses  consciousness.  Some  agents  may  induce 
convulsions,  but  these  generally  follow  loss  of  con­
sciousness.  Agents  inducing  convulsions  prior  to  loss 
of consciousness are unacceptable for euthanasia. 

Certain  considerations  are  common  to  all  inhalant 

agents.  (1)  In  most  cases,  onset  of  loss  of  conscious­
ness is more rapid, and euthanasia  more humane, if the 
animal  is  rapidly  exposed  to  a  high  concentration  of 
the  agent.  (2)  The  equipment  used  to  deliver  and 
maintain  this  high  concentration  must  be  in  good 
working order and in compliance with state and feder­

al  regulations.  Leaky  or  faulty  equipment  may  lead  to 
slow,  distressful  death  and  be  hazardous  to  other  ani­
mals  and  to  personnel.  (3)  Most  of  these  agents  are 
hazardous to personnel because of the risk of explosions 
(eg,  ether),  narcosis  (eg,  halothane),  hypoxemia  (eg, 
nitrogen  and  carbon  monoxide),  addiction  (eg,  nitrous 
oxide), or health effects resulting from chronic exposure 
(eg,  nitrous  oxide  and  carbon  monoxide).  (4)  Alveolar 
concentrations  rise  slowly  in  an  animal  with  decreased 
ventilation,  making  agitation  more  likely  during 
induction.  Other  noninhalant  methods  of  euthanasia 
should  be  considered  for  such  animals.  (5)  Neonatal 
animals  appear  to  be  resistant  to  hypoxia,  and 
because  all  inhalant  agents  ultimately  cause  hypoxia, 

neonatal  animals  take  longer  to  die  than  adults. 
Glass  et  al,

44 

reported  that  newborn  dogs,  rabbits,  and 

guinea pigs survived a nitrogen atmosphere much longer 
than  did  adults.  Dogs,  at  1  week  old,  survived  for  14 
minutes compared  with a 3-minute survival time after a 
few weeks of age. Guinea pigs survived for 4.5 minutes 
at  1  day  old,  compared  with  3  minutes  at  8  days  or 
older.  Rabbits  survived  for  13  minutes  at  6  days  old,  4 
minutes  at  14  days,  and  1.5  minutes  at  19  days  and 
older.  The  panel  recommended  that  inhalant  agents  not 
be used alone in animals less than 16 weeks old except 
to  induce  loss  of  consciousness,  followed  by  the  use 

of some other  method  to  kill  the animal. (6) Rapid gas 
flows can produce a noise that frightens animals. If high 
flows are required, the equipment should be designed to 
minimize  noise.  (7)  Animals  placed  together  in 
chambers  should  be  of  the  same  species,  and,  if 
needed,  should  be  restrained  so  that they will not hurt 
themselves  or  others.  Chambers  should  not  be 
overloaded and need to be kept clean to minimize odors 
that  might  distress  animals  subsequently  euthanatized. 

(8) Reptiles, amphibians, and diving birds and mammals 
have  a  great  capacity  for  holding  their  breath  and 
anaerobic  metabolism. 

Therefore,  induction  of 

anesthesia and time to loss of consciousness when using 
inhalants  may  be  greatly  prolonged.  Other  techniques 
may be more appropriate for these species. 

I

NHALANT ANESTHETICS 

Inhalant 

anesthetics 

(eg, 

ether, 

halothane, 

methoxyflurane, isoflurane, sevoflurane, desflurane, and 
enflurane)  have  been  used  to  euthanatize  many 
species.

45 

Halothane  induces  anesthesia  rapidly  and  is 

the  most  effective  inhalant  anesthetic  for  euthanasia. 
Enflurane  is  less  soluble  in  blood  than  halothane,  but, 
because  of  its  lower  vapor  pressure  and  lower  potency, 
induction  rates  may  be  similar  to  those  for  halothane. 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

At  deep  anesthetic  planes,  animals  may  seizure.  It  is  an 
effective agent for euthanasia, but the associated seizure 
activity  may  be  disturbing  to  personnel.  Isoflurane  is 
less  soluble  than  halothane,  and  it  should  induce 
anesthesia  more  rapidly.  However,  it  has  a  slightly 
pungent  odor  and  animals  often  hold  their  breath, 
delaying  onset  of  loss  of  consciousness.  Isoflurane 
also may require more drug to kill an animal, compared 
with  halothane.  Although  isoflurane  is  acceptable  as  a 
euthanasia  agent,  halothane  is  preferred.  Sevoflurane  is 
less  soluble  than  halothane  and  does  not  have  an 
objectionable  odor.  It  is  less  potent  than  isoflurane  or 
halothane  and  has  a  lower  vapor  pressure.  Anesthetic 

concentrations can be achieved and maintained rapidly. 
Desflurane is currently the least soluble potent inhalant 
anesthetic,  but  the  vapor  is  quite  pungent,  which  may 
slow  induction.  This  drug  is  so  volatile  that  it  could 
displace  oxygen  (O

2

)  and  induce  hypoxemia  during 

induction  if  supplemental  O

is  not  provided. 

Methoxyflurane  is  highly  soluble,  and  slow  anesthetic 
induction with its use may be accompanied by agitation. 
It  is  a  conditionally  acceptable  agent  for  euthanasia  in 
rodents.

46 

Ether  has high solubility in blood and induces 

anesthesia  slowly.  It  is  irritating  to  the  eyes  and  nose, 
poses  serious  risks  associated  with  its  flammability  and 
explosiveness,  and  has  been  used  to  create  a  model  for 
stress.

47-50 

With  inhalant  anesthetics,  the  animal  can  be 

placed in a closed receptacle containing cotton or gauze 
soaked  with  an  appropriate  amount  of  the  anesthetic,

51 

or  the  anesthetic  can  be  introduced  from  a  vaporizer. 
The  latter  method  may  be  associated  with  a  longer 
induction  time.  Vapors  are  inhaled  until  respiration 
ceases  and  death  ensues.  Because  the  liquid  state  of 
most  inhalant  anesthetics  is  irritating,  animals 
should be exposed only to vapors. Also, sufficient air or 
O

must  be  provided  during  the  induction  period  to 

prevent  hypoxemia.

51 

In  the  case  of  small  rodents 

placed  in a large container, there  will be sufficient O

in  the  chamber  to  prevent  hypoxemia.  Larger  species 
placed  in  small  containers  may  need  supplemental  air 
or O

2

.

51 

Nitrous  oxide  (N

2

O)  may  be  used  with  other 

inhalants  to  speed  the  onset  of  anesthesia,  but  alone  it 
does  not  induce  anesthesia  in  animals,  even  at  100% 
concentration.  When  used  by  itself,  N

2

O  produces 

hypoxemia  before  respiratory  or  cardiac  arrest.  As  a 
result,  animals  may  become  distressed  prior  to  loss  of 
consciousness. 

Occupational  exposure  to  inhalant  anesthetics 

constitutes  a  human  health  hazard.  Spontaneous abor­

tion  and  congenital  abnormalities  have  been  associated 
with exposure of women to trace amounts of inhalation 
anesthetic  agents  during  early  stages  of  pregnancy.

52 

Regarding  human  exposure  to  inhalant  anesthetics,  the 
concentrations  of  halothane,  enflurane,  and  isoflurane 
should  be  less  than  2  ppm,  and  less  than  25  ppm  for 
nitrous oxide.

52 

There are no controlled  studies proving 

that such concentrations of anesthetics are safe, but these 
concentrations  were  established  because  they  were 
found  to  be  attainable  under  hospital  conditions. 
Effective  procedures  must  be  used  to  protect  personnel 
from anesthetic vapors. 

Advantages—(1) 

Inhalant  anesthetics  are  particu­

larly  valuable  for  euthanasia  of  smaller  animals  (<  7 
kg)  or  for  animals  in  which  venipuncture  may be diffi­
cult.  (2)  Halothane,  enflurane,  isoflurane,  sevoflurane, 
desflurane, methoxyflurane, and N

2

O are nonflammable 

and  nonexplosive  under  ordinary  environmental 
conditions. 

Disadvantages—(1) 

Animals  may  struggle  and 

become  anxious  during  induction  of  anesthesia 
because  anesthetic  vapors  may  be  irritating  and  can 
induce  excitement.  (2)  Ether  is  flammable  and 
explosive.  Explosions  have  occurred  when  animals, 
euthanatized with ether, were placed in an ordinary (not 
explosion  proof)  refrigerator  or  freezer  and  when 
bagged  animals  were  placed  in  an  incinerator.  (3) 
Induction  with  methoxyflurane  is  unacceptably  slow  in 
some species. (4) Nitrous oxide will support combustion. 
(5) Personnel and animals can be injured by exposure to 
these agents. (6) There is a potential for human abuse of 
some of these drugs, especially N

2

O. 

Recommendations

—In 

order 

of 

preference, 

halothane, 

enflurane, 

isoflurane, 

sevoflurane, 

methoxyflurane,  and  desflurane,  with  or  without 
nitrous  oxide,  are  acceptable  for  euthanasia  of  small 
animals (< 7 kg). Ether should only be used in carefully 
controlled situations in compliance with state and federal 
occupational  health  and  safety  regulations.  It  is 
conditionally  acceptable.  Nitrous  oxide  should  not  be 
used  alone,  pending  further  scientific  studies  on  its 
suitability  for  animal  euthanasia.  Although  acceptable, 
these  agents  are  generally  not  used  in  larger  animals 
because of their cost and difficulty of administration. 

C

ARBON DIOXIDE 

Room  air  contains  0.04%  carbon  dioxide  (CO

2

), 

which  is  heavier  than  air  and  nearly  odorless. 
Inhalation  of  CO

at  a  concentration  of  7.5%  increases 

the  pain  threshold,  and  higher  concentrations  of  CO

have a rapid anesthetic effect.

53-58 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

Leake and Waters

56 

reported the experimental use of 

CO

as an anesthetic agent for dogs. At concentrations 

of 30% to 40% CO

in O

2

, anesthesia was induced within 

1  to  2  minutes,  usually  without  struggling,  retching,  or 
vomiting. For cats, inhalation of 60% CO

results in loss 

of  consciousness  within  45  seconds,  and  respiratory 
arrest  within  5  minutes.

59 

Signs  of  effective  CO

anesthesia  are  those  associated  with  deep  surgical 
anesthesia,  such  as  loss  of  withdrawal  and  palpebral 
reflexes.

60 

Time to loss of consciousness is decreased by 

use  of  higher  concentrations  of  CO

with  an  80  to 

100%  concentration  providing  anesthesia  in  12  to  33 
seconds in rats and 70% CO

in O

inducing anesthesia 

in 40 to 50 seconds.

61,62 

Time to loss of consciousness 

will  be  longer  if  the  concentration  is  increased  slowly 
rather  than  immersing  the  animal  in  the  full 
concentration immediately. 

Several  investigators  have  suggested  that  inhalation 

of  high  concentrations  of  CO

may  be  distressing  to 

animals,

63-66 

because the gas dissolves in moisture on the 

nasal mucosa. The resulting product, carbonic acid, may 
stimulate  nociceptors  in  the  nasal  mucosa.  Some 
humans  exposed  to  concentrations  of  around  50%  CO

report that inhaling the gas is unpleasant and that higher 
concentrations  are  noxious.

67,68 

A  brief  study  of  swine 

examined  the  aversive  nature  of  CO

exposure69  and 

found  that  90%  CO

was  aversive  to  pigs  while  30% 

was  not.  For  rats,  exposure  to  increasing  concentrations 
of CO

(33% achieved after 1 minute) in their home cage 

produced no evident stress as measured by behavior and 
ACTH,  glucose,  and  corticosterone  concentrations  in 

70

serum.

Carbon  dioxide  has  been  used  to  euthanatize 

groups of small laboratory animals, including mice, rats, 
guinea  pigs,  chickens,  and  rabbits,

5,71-76 

and  to  render 

swine  unconscious  before  humane  slaughter. 

22,63,64 

The  combination  of  40%  CO

and  approximately  3% 

carbon  monoxide  (CO)  has  been  used  experimentally 
for  euthanasia of dogs.

65 

Carbon dioxide has been  used 

in specially designed chambers to euthanatize individual 
cats

77,78 

and other small laboratory animals.

51,72,79 

Studies  of  1-day-old  chickens  have  revealed  that 

CO

is  an  effective  euthanatizing  agent.  Inhalation  of 

CO

caused  little  distress  to  the  birds,  suppressed  ner­

vous  activity,  and  induced  death  within  5  minutes.

73 

Because  respiration  begins  during  embryonic  develop­
ment,  the  unhatched  chicken’s  environment  may  nor­
mally  have  a  CO

concentration  as  high  as  14%.  Thus, 

CO

concentrations  for  euthanasia  of  newly  hatched 

chickens  and  neonates  of  other  species  should  be  espe­
cially high. A CO

concentration of 60% to 70% with a 

5-minute exposure time appears to be optimal.

73 

In  studies  of  mink,  high  concentrations  of  CO

would  kill  them  quickly,  but  a  70%  CO

concentration 

induced  loss  of  consciousness  without  killing  them.

80 

Some burrowing animals, such as rabbits of the species 

Oryctolagus, 

also  have  prolonged  survival  times  when 

exposed  to  CO

2

.

81 

Some  burrowing  and  diving  animals 

have  physiologic  mechanisms  for  coping  with  hyper­
capnia.  Therefore,  it  is  necessary  to  have  a  sufficient 
concentration  of  CO

to  kill  the  animal  by  hypoxemia 

following induction of anesthesia with CO

2

Advantages—(1) 

The  rapid  depressant,  analgesic, 

and  anesthetic  effects  of  CO

are  well  established.  (2) 

Carbon  dioxide  is  readily  available  and  can  be  pur­
chased in compressed gas cylinders. (3) Carbon dioxide 
is  inexpensive,  nonflammable,  nonexplosive,  and  poses 
minimal  hazard  to  personnel  when  used  with  properly 
designed equipment. (4) Carbon dioxide does not result 
in  accumulation  of  tissue  residues  in  food-producing 
animals.  (5)  Carbon  dioxide  euthanasia  does  not 
distort  murine  cholinergic  markers

82 

or  corticosterone 

concentrations.83 

Disadvantages—(1) 

Because CO

is heavier than air, 

incomplete  filling  of  a  chamber  may  permit  animals  to 
climb  or  raise  their  heads  above  the  higher 
concentrations  and  avoid  exposure.  (2)  Some 
species,  such  as  fish  and  burrowing  and  diving 
mammals,  may  have  extraordinary  tolerance  for 
CO

2

.  (3)  Reptiles  and  amphibians  may  breathe  too 

slowly  for  the  use  of  CO

2

.  (4)  Euthanasia  by  expo­

sure  to  CO

may  take  longer  than  euthanasia  by 

other  means.

61 

(5) Induction of loss of consciousness 

at  lower  concentrations  (<  80%)  may  produce  pul­
monary  and  upper  respiratory  tract  lesions.

67,84 

(6) 

High  concentrations  of  CO

may  be  distressful  to 

some animals. 

Recommendations

—Carbon  dioxide  is  acceptable 

for  euthanasia  in  appropriate  species  (

Appendices  1  and 

2). 

Compressed  CO

gas in cylinders is the only recom­

mended source of carbon dioxide because the inflow to 
the chamber can be regulated precisely. Carbon dioxide 
generated  by  other  methods  such  as  from  dry  ice,  fire 
extinguishers,  or  chemical  means  (eg,  antacids)  is 
unacceptable. Species should be separated and chambers 
should  not  be  overcrowded.  With  an  animal  in  the 
chamber,  an  optimal  flow  rate  should  displace  at  least 
20% of the chamber volume per minute.

85 

Loss of con­

sciousness  may  be  induced  more  rapidly  by  exposing 
animals to a CO

concentration of 70% or more by pre-

filling  the  chamber  for  species  in  which  this  has  not 
been  shown  to  cause  distress.  Gas  flow  should  be 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

maintained  for  at  least  1  minute  after  apparent  clinical 
death.

86 

It  is  important  to  verify  that  an  animal  is  dead 

before removing  it  from the  chamber. If an animal is 
not  dead,  CO

narcosis  must  be  followed  with  another 

method  of  euthanasia.  Adding  O

to  the  CO

may  or 

may  not  preclude  signs  of  distress.67,87  Additional  O

will,  however,  prolong  time  to  death  and  may  compli­
cate  determination  of  consciousness.  There  appears  to 
be  no  advantage  to  combining  O

with  carbon  dioxide 

for euthanasia.

87 

N

ITROGEN

ARGON 

Nitrogen  (N

2

)  and  argon  (Ar)  are  colorless,  odor­

less  gases  that  are  inert,  nonflammable,  and  nonexplo­
sive.  Nitrogen  comprises  78%  of  atmospheric  air, 
whereas Ar comprises less than 1%. 

Euthanasia  is  induced  by  placing  the  animal  in  a 

closed container that has been prefilled with N

or Ar or 

into  which  the  gas  is  then  rapidly  introduced. 
Nitrogen/Ar  displaces  O

2

,  thus  inducing  death  by 

hypoxemia. 

In studies by Herin et al,

88 

dogs became unconscious 

within  76  seconds  when  a  N

concentration  of  98.5% 

was  achieved  in  45  to  60  seconds.  The  elec­
troencephalogram  (EEG)  became  isoelectric  (flat)  in  a 
mean  time  of  80  seconds,  and  arterial  blood  pressure 
was  undetectable  at  204  seconds.  Although  all  dogs 
hyperventilated  prior  to  loss  of  consciousness,  the 
investigators  concluded  that  this  method  induced 
death  without  pain.  Following  loss  of  consciousness, 
vocalization,  gasping,  convulsions,  and  muscular 
tremors  developed  in  some  dogs.  At  the  end  of  a  5­
minute  exposure  period,  all  dogs  were  dead.

88 

These 

findings were similar to those for rabbits

89 

and mink.

80,90 

With  N

flowing  at  a  rate  of  39%  of  chamber  vol­

ume  per  minute,  rats  collapsed  in  approximately  3 
minutes  and  stopped  breathing  in  5  to  6  minutes. 
Regardless of flow rate, signs of panic and distress were 
evident  before  the  rats  collapsed  and  died.

8 5 

Insensitivity  to  pain  under  such  circumstances  is  ques­
tionable.

91 

Tranquilization  with  acepromazine,  in  conjunc­

tion  with  N

euthanasia  of  dogs,  was  investigated  by 

Quine  et  al.

92 

Using  ECG  and  EEG  recordings,  they 

found  these  dogs  had  much  longer  survival  times  than 
dogs  not  given  acepromazine  before  administration  of 
N

2

.  In  one  dog,  ECG  activity  continued  for  51  minutes. 

Quine also addressed distress associated  with exposure 
to  N

by removing  cats and  dogs  from the  chamber  fol­

lowing  loss  of  consciousness  and  allowing  them  to 
recover.  When  these  animals  were  put  back  into  the 

chamber, they did not appear afraid or apprehensive. 

Investigations  into  the  aversiveness  of  Ar  to  swine 

and  poultry have revealed  that these animals  will toler­
ate  breathing  90%  Ar  with  2%  O

2

.

69,71 

Swine 

voluntarily  entered  a  chamber  containing  this  mixture, 
for a food reward, and only withdrew from the chamber 
as  they  became  ataxic.  They  reentered  the  chamber 
immediately  to  continue  eating.  Poultry  also  entered  a 
chamber  containing  this  mixture  for  a  food  reward  and 
continued  eating  until  they  collapsed.

71 

When  Ar  was 

used  to  euthanatize  chickens,  exposure  to  a  chamber 
prefilled  with  Ar,  with  an  O

concentration  of  <  2%, 

led to EEG changes and collapse in 9 to 12 seconds. Birds 
removed from the chamber at 15 to 17 seconds failed 
to  respond  to  comb  pinching.  Continued  exposure 
led  to convulsions at 20 to 24 seconds. Somatosensory-
evoked potentials were lost at 24 to 34 seconds, and the 
EEG became isoelectric at 57 to 66 seconds. Convulsion 
onset  was  after  loss  of  consciousness  (collapse  and  loss 
of response to comb pinch), so this would appear to be a 
humane  method  of  euthanasia  for  chickens.

93 

Despite 

the availability of some information, there is still  much 
about the use of N

2

/Ar that needs to be investigated. 

Advantages—(1) 

Nitrogen  and  Ar  are  readily  avail­

able as compressed  gases. (2)  Hazards to  personnel are 
minimal. 

Disadvantages—(1) 

Loss  of  consciousness  is  pre­

ceded  by  hypoxemia  and  ventilatory  stimulation, 
w h i c h  ma y  b e  d i s t r e s s i n g  t o  t h e  a n i ma l .  ( 2 ) 
Reestablishing  a  low  concentration  of  O

(ie,  6%  or 

greater)  in  the  chamber  before  death  will  allow  imme­
diate recovery.

69 

Recommendations

—Nitrogen  and  Ar  can  be  dis­

tressful  to  some  species  (eg,  rats).

85 

Therefore,  this 

technique  is  conditionally  acceptable  only  if  O

con­

centrations  <2%  are  achieved  rapidly,  and  animals  are 
heavily  sedated  or  anesthetized.  With  heavy  sedation 
or anesthesia, it should be recognized that death may 
be  delayed.  Although  N

and  Ar  are  effective,  other 

methods of euthanasia are preferable. 

C

ARBON MONOXIDE 

Carbon  monoxide  (CO)  is  a  colorless,  odorless  gas 

that  is  nonflammable  and  nonexplosive  unless  concen­
trations  exceed  10%.  It  combines  with  hemoglobin  to 
form  carboxyhemoglobin  and  blocks  uptake  of  O

by 

erythrocytes, leading to fatal hypoxemia. 

In  the  past,  mass  euthanasia  has  been  accom­

plished  by  use  of  3  methods  for  generating  CO:  (1) 
chemical  interaction  of  sodium  formate  and  sulfuric 
acid,  (2)  exhaust  fumes  from  idling  gasoline  internal 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

combustion engines,  and  (3)  commercially compressed 
CO  in  cylinders.  The  first  2  techniques  are  associated 
with  problems  such  as  production  of  other  gases, 
achieving  inadequate  concentrations  of  carbon  monox­
ide,  inadequate  cooling  of  the  gas,  and  maintenance  of 
equipment.  Therefore,  the  only  acceptable  source  is 
compressed CO in cylinders. 

In  a  study  by  Ramsey  and  Eilmann,

94 

8%  CO 

caused  guinea  pigs  to  collapse  in  40  seconds  to  2  min­
utes,  and  death  occurred  within  6  minutes.  Carbon 
monoxide  has  been  used  to  euthanatize  mink

80,90 

and 

chinchillas.  These  animals  collapsed  in  1  minute, 
breathing  ceased  in  2  minutes,  and  the  heart  stopped 
beating in 5 to 7 minutes. 

In a study evaluating the physiologic and behavioral 

characteristics  of  dogs  exposed  to  6%  CO  in  air, 
Chalifoux and Dallaire

95 

could not determine the precise 

time  of  loss  of  consciousness.  Electroencephalographic 
recordings  revealed  20  to  25  seconds  of  abnormal 
cortical  function  prior  to  loss  of  consciousness.  It  was 
during  this  period  that  the  dogs  became  agitated  and 
vocalized.  It  is  not  known  whether  animals  experience 
distress;  however,  humans  in  this  phase  reportedly  are 
not  distressed.

96 

Subsequent  studies  have  revealed  that 

tranquilization 

with 

acepromazine 

significantly 

decreases behavioral and physiologic responses of dogs 
euthanatized with CO.

97 

In  a  comparative  study,  CO  from  gasoline  engine 

exhaust and 70% CO

plus 30% O

were used to eutha­

natize  cats.  Euthanasia  was  divided  into  3  phases. 
Phase  I  was  the  time  from  initial  contact  to  onset  of 
clinical  signs  (eg,  yawning,  staggering,  or  trembling). 
Phase II  extended  from the end  of phase I  until recum­
bency,  and  phase  III  from  the  end  of  phase  II  until 
death.

54 

The  study  revealed  that  signs  of  agitation 

before  loss  of  consciousness  were  greatest  with  CO

plus  O

2

.  Convulsions  occurred  during  phases  II  and  III 

with  both  methods.  However,  when  the  euthanasia 
chamber  was  prefilled  with  CO  (ie,  exhaust  fumes), 
convulsions  did  not  occur  in  phase  III.  Time  to  com­
plete  immobilization  was  greater  with  CO

plus  O

(approximately  90  seconds)  than  with  CO  alone 
(approximately  56  seconds).

54 

In  neonatal  pigs,  excita­

tion was more likely to precede loss of consciousness if 
the  pigs  were  exposed  to  a  rapid  rise  in  CO  concentra­
tion. This  agitation  was  reduced  at lower  flow rates, or 
when CO was combined with nitrogen.

98 

In  people,  the  most  common  symptoms  of  early 

CO toxicosis are headache, dizziness, and weakness. As 
concentrations  of  carboxyhemoglobin  increase,  these 
signs may be followed by decreased visual acuity, tinnitus, 

nausea, 

progressive 

depression, 

confusion, 

and 

collapse.99 Because CO stimulates motor centers in the 
brain,  loss  of  consciousness  may  be  accompanied  by 
convulsions and muscular spasms. 

Carbo n  monoxide  is  a  cumulative  poiso n.

9 6 

Distinct  signs  of  CO  toxicosis  are  not  evident  until  the 
CO concentration is 0.05% in air,  and  acute  signs  do 
not  develop  until  the  CO  concentration  is  approxi­
mately  0.2%  in  air.  In  humans,  exposure  to  0.32%  CO 
and  0.45%  CO  for  one  hour  will  induce  loss  of  con­
sciousness and death, respectively.

100 

Carbon monoxide 

is  extremely  hazardous  for  personnel  because  it  is 
highly toxic  and  difficult  to  detect.  Chronic exposure 
to  low  concentrations  of  carbon  monoxide  may  be  a 
health  hazard,  especially  with  regard  to  cardiovascular 
disease  and  teratogenic  effects.

101-103 

An  efficient 

exhaust  or  ventilatory  system  is  essential  to  prevent 
accidental exposure of humans. 

Advantages—(1) 

Carbon  monoxide  induces  loss  of 

consciousness  without  pain  and  with  minimal  discernible 
discomfort. (2) Hypoxemia induced by CO is insidious, 
so  that  the  animal  appears  to  be  unaware.  (3)  Death 
occurs rapidly if concentrations of 4 to 6% are used. 

Disadvantages—(1) 

Safeguards  must  be  taken  to 

prevent  exposure  of  personnel.  (2)  Any  electrical 
equipment exposed to CO (eg, lights and  fans)  must be 
explosion proof. 

Recommendations

—Carbon  monoxide  used  for 

individual  animal  or  mass  euthanasia  is  acceptable  for 
dogs,  cats,  and  other  small  mammals,  provided  that 
commercially  compressed  CO  is  used  and  the 
following  precautions  are  taken:  (1)  personnel  using 
CO  must  be  instructed  thoroughly  in  its  use  and 
must  understand  its  hazards  and  limitations;  (2)  the 
CO  chamber  must  be  of  the  highest  quality  con­
struction  and  should  allow for  separation of  individ­
ual  animals;  (3)  the  CO  source  and  chamber  must  be 
located  in  a  well-ventilated  environment,  preferably 
out  of  doors;  (4)  the  chamber  must  be  well  lit  and 
have  view  ports  that  allow  personnel  direct  observa­
tion  of  animals;  (5)  the  CO  flow  rate  should  be  ade­
quate  to  rapidly  achieve  a  uniform  CO  concentra­
tion  of  at  least  6%  after  animals  are  placed  in  the 
chamber,  although  some  species  (eg,  neonatal  pigs) 
are less likely  to  become  agitated  with  a  gradual rise 
in  CO  concentration;

9 8 

and  (6)  if  the  chamber  is 

inside  a  room,  CO  monitors  must  be  placed  in  the 
room to warn personnel of hazardous concentrations.  It 
is essential that  CO  use be in compliance  with state 
and 

federal 

occupational 

health 

and 

safety 

regulations. 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

10 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

NONINHALANT PHARMACEUTICAL 

AGENTS 

The  use  of  injectable  euthanasia  agents  is  the  most 

rapid and reliable method of performing euthanasia. It 
is the  most desirable  method  when it can be performed 
without  causing  fear  or  distress  in  the  animal.  When 
the  restraint  necessary  for  giving  an  animal  an  intra­
venous  injection  would  impart  added  distress  to  the 
animal  or  pose  undue  risk  to  the  operator,  sedation, 
anesthesia,  or  an  acceptable  alternate  route  of  adminis­
tration should be employed. Aggressive, fearful, wild, or 
feral  animals  should  be  sedated  or  given  a  nonparalytic 
immobilizing  agent  prior  to  intravenous  administration 
of the euthanasia agent. 

When  intravenous  administration  is  considered 

impractical or impossible, intraperitoneal administration 
of a nonirritating euthanasia agent is acceptable, provided 
the  drug  does  not  contain  neuromuscular  blocking 
agents.  Intracardiac  injection  is  acceptable  only  when 
performed on heavily sedated, anesthetized, or comatose 
animals.  It  is  not  considered  acceptable  in  awake 
animals,  owing  to  the  difficulty  and  unpredictability  of 
performing  the  injection  accurately.  Intramuscular, 
subcutaneous, 

intrathoracic, 

intrapulmonary, 

intrahepatic,  intrarenal,  intrasplenic,  intrathecal,  and 
other  nonvascular  injections  are  not  acceptable  methods 
of administering injectable euthanasia agents. 

When  injectable  euthanasia  agents  are  adminis­

tered into the peritoneal cavity, animals may be slow to 
pass through stages I and II of anesthesia.  Accordingly, 
they  should  be  placed  in  small  cages  in  a  quiet  area  to 
minimize excitement and trauma. 

B

ARBITURIC ACID DERIVATIVES 

Barbiturates  depress  the  central  nervous  system  in 

descending  order,  beginning  with  the  cerebral  cortex, 
with  loss  of  consciousness  progressing  to  anesthesia. 
With an overdose, deep anesthesia progresses to apnea, 
owing  to  depression  of  the  respiratory  center,  which  is 
followed by cardiac arrest. 

All barbituric acid derivatives used for anesthesia 

are  acceptable  for  euthanasia  when  administered  intra­
venously.  There  is  a  rapid  onset  of  action,  and  loss  of 
consciousness  induced  by  barbiturates  results  in  mini­
mal  or  transient  pain  associated  with  venipuncture. 
Desirable  barbiturates  are  those  that  are  potent,  long-
acting,  stable  in  solution,  and  inexpensive.  Sodium 
pentobarbital  best  fits  these  criteria  and  is  most  widely 
used,  although  others  such  as  secobarbital  are  also 
acceptable. 

Advantages—(1) 

A  primary  advantage  of  barbitu­

rates is speed of action. This effect depends on the dose, 
concentration,  route,  and  rate  of  the  injection.  (2) 
Barbiturates induce euthanasia smoothly, with minimal 
discomfort  to  the  animal.  (3)  Barbiturates  are  less 
expensive  than  many  other  euthanasia  agents. 

Disadvantages—(1) 

Intravenous  injection  is  neces­

sary  for  best  results  and  requires  trained  personnel.  (2) 
Each animal must be restrained. (3) Current federal drug 
regulations require strict accounting for barbiturates and 
these  must  be  used  under  the  supervision  of  personnel 
registered 

with 

the 

US 

Drug 

Enforcement 

Administration  (DEA).  (4)  An  aesthetically  objection­
able  terminal  gasp  may  occur  in  unconscious  animals. 
(5)  These  drugs  tend  to  persist  in  the  carcass  and  may 
cause sedation or even death of animals that consume 
the body. 

Recommendations

—The  advantages  of  using  barbi­

turates for euthanasia in small animals far outweigh the 
disadvantages. Intravenous injection of a barbituric acid 
derivative  is  the  preferred  method  for  euthanasia  of 
dogs, 

cats, 

other 

small 

animals, 

and 

horses. 

Intraperitoneal injection may be used in situations when 
an  intravenous  injection  would  be  distressful  or  even 
dangerous. Intracardiac injection must only be used if 
the  animal  is  heavily  sedated,  unconscious,  or 
anesthetized. 

P

ENTOBARBITAL COMBINATIONS 

Several  euthanasia  products  are  formulated  to 

include  a  barbituric  acid  derivative  (usually  sodium 
pentobarbital),  with  added  local  anesthetic  agents  or 
agents  that  metabolize  to  pentobarbital.  Although 
some  of  these  additives  are  slowly  cardiotoxic,  this 
pharmacologic  effect  is  inconsequential.  These  combi­
nation  products  are  listed  by  the  DEA  as  Schedule  III 
drugs, making them somewhat simpler to obtain, store, 
and  administer  than  Schedule  II  drugs  such  as  sodium 
pentobarbital.  The  pharmacologic  properties  and  rec­
ommended  use  of  combination  products  that  combine 
sodium  pentobarbital  with  lidocaine  or  phenytoin  are 
interchangeable  with  those  of  pure  barbituric  acid 
derivatives. 

A  combination  of  pentobarbital  with  a  neuro­

muscular blocking agent is not an acceptable euthanasia 
agent. 

C

HLORAL HYDRATE 

Chloral  hydrate  depresses  the  cerebrum  slowly; 

therefore, restraint may be a problem for some animals. 
Death  is  caused  by  hypoxemia  resulting  from  progres­
sive  depression  of  the  respiratory  center,  and  may  be 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

11 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

AVMA Guidelines on Euthanasia

12

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia)

preceded by gasping, muscle spasms, and vocalization.

Recommendations

—Chloral hydrate is conditional-

ly acceptable for euthanasia of large animals only when
administered intravenously, and only after sedation to
decrease the aforementioned undesirable side effects.
Chloral hydrate is not acceptable for dogs, cats, and
other small animals because the side effects may be
severe, reactions can be aesthetically objectionable,
and other products are better choices.

T-61

T-61 is an injectable, nonbarbiturate, non-narcotic

mixture of 3 drugs used for euthanasia. These drugs
provide a combination of general anesthetic, curari-
form, and local anesthetic actions. T-61 has been with-
drawn from the market and is no longer manufactured
or commercially available in the United States. It is
available in Canada and other countries. T-61 should
be used only intravenously and at carefully monitored
rates of injection, because there is some question as to
the differential absorption and onset of action of the
active ingredients when administered by other routes.

1

T

RICAINE METHANE SULFONATE

(MS 222, TMS)

MS 222 is commercially available as tricaine

methane sulfonate (TMS), which can be used for the
euthanasia of amphibians and fish. Tricaine is a
benzoic acid derivative and, in water of low alkalinity
(< 50 mg/L as CaCO3); the solution should be
buffered with sodium bicarbonate.104 A 10 g/L stock
solution can be made, and sodium bicarbonate added
to saturation, resulting in a pH between 7.0 and 7.5
for the solution. The stock solution should be stored
in a dark brown bottle, and refrigerated or frozen if
possible. The solution should be replaced monthly
and any time a brown color is observed.105 For
euthanasia,

a

concentration

≥

250

mg/L

is

recommended and fish should be left in this solution
for at least 10 minutes following cessation of
opercular movement.104 In the United States, there is
a 21-day withdrawal time for MS 222; therefore, it is
not appropriate for euthanasia of animals intended for
food.

P

OTASSIUM CHLORIDE IN CONJUNCTION WITH PRIOR

GENERAL ANESTHESIA

Although unacceptable and condemned when

used in unanaesthetized animals, the use of a supersat-
urated solution of potassium chloride injected intra-
venously or intracardially in an animal under general
anesthesia is an acceptable method to produce cardiac

arrest and death. The potassium ion is cardiotoxic, and
rapid intravenous or intracardiac administration of 1 to 2
mmol/kg of body weight will cause cardiac arrest.
This is a preferred injectable technique for euthanasia
of livestock or wildlife species to reduce the risk of tox-
icosis for predators or scavengers in situations where
carcasses

of

euthanatized

animals

may

be

consumed.

106,107

Advantages—(1)

Potassium chloride is not a con-

trolled substance. It is easily acquired, transported, and
mixed in the field. (2) Potassium chloride, when used
with appropriate methods to render an animal uncon-
scious, results in a carcass that is potentially less toxic
for scavengers and predators in cases where carcass
disposal is impossible or impractical.

Disadvantage

—Rippling of muscle tissue and

clonic spasms may occur on or shortly after injection.

Recommendations

—It is of utmost importance that

personnel performing this technique are trained and
knowledgeable in anesthetic techniques, and are com-
petent in assessing anesthetic depth appropriate for
administration of potassium chloride intravenously.
Administration of potassium chloride intravenously
requires animals to be in a surgical plane of anesthesia
characterized by loss of consciousness, loss of reflex
muscle response, and loss of response to noxious stim-
uli. Saturated potassium chloride solutions are effec-
tive in causing cardiac arrest following rapid intracar-
diac or intravenous injection. Residual tissue concen-
trations of general anesthetics after anesthetic induc-
tion have not been documented. Whereas no scavenger
toxicoses have been reported with potassium chloride
in combination with a general anesthetic, proper carcass
disposal should always be attempted to prevent
possible toxicosis by consumption of a carcass conta-
minated with general anesthetics.

U

NACCEPTABLE INJECTABLE AGENTS

When used alone, the injectable agents listed in

Appendix 4

(strychnine, nicotine, caffeine, magnesium

sulfate, potassium chloride, cleaning agents, solvents,
disinfectants

and

other

toxins

or

salts,

and

all

neuromuscular blocking agents) are unacceptable and
are absolutely condemned for use as euthanasia agents.

PHYSICAL METHODS

Physical methods of euthanasia include captive

bolt, gunshot, cervical dislocation, decapitation, elec-
trocution, microwave irradiation, kill traps, thoracic
compression, exsanguination, maceration, stunning,

background image

and  pithing.  When  properly  used  by  skilled  personnel 
with well-maintained  equipment,  physical  methods  of 
euthanasia  may  result  in  less  fear  and  anxiety  and  be 
more  rapid,  painless,  humane,  and  practical  than 
other  forms  of  euthanasia.  Exsanguination,  stunning, 
and  pithing  are  not  recommended  as  a  sole  means  of 
euthanasia,  but  should  be  considered  adjuncts  to  other 
agents or methods. 

Some  consider  physical  methods  of  euthanasia 

aesthetically displeasing. There are occasions, however, 
when  what  is  perceived  as  aesthetic  and  what  is  most 
humane  are  in  conflict.  Physical  methods  may  be  the 
most  appropriate  method  for  euthanasia  and  rapid 
relief  of  pain  and  suffering  in  certain  situations. 
Personnel  performing  physical  methods  of  euthanasia 
must  be  well  trained  and  monitored  for  each  type  of 
physical  technique  performed.  That  person  must  also 
be sensitive to the aesthetic implications of the method 
and  inform  onlookers  about  what  they  should  expect 
when possible. 

Since  most  physical  methods  involve  trauma, 

there  is inherent risk for  animals and  humans. Extreme 
care  and  caution  should  be  used.  Skill  and  experience  of 
personnel  is  essential.  If  the  method  is  not  performed 
correctly,  animals  and  personnel  may  be  injured. 
Inexperienced persons should be trained by experienced 
persons  and  should  practice  on  carcasses  or  anesthetized 
animals  to  be  euthanatized  until  they  are  proficient  in 
performing  the  method  properly  and  humanely.  When 
done  appropriately,  the  panel  considered  most  physical 

methods conditionally acceptable for euthanasia. 

P

ENETRATING CAPTIVE BOLT 

A  penetrating  captive  bolt  is  used  for  euthanasia  of 

ruminants,  horses,  swine,  laboratory  rabbits,  and 
dogs.

108 

Its  mode  of  action  is  concussion  and  trauma 

to  the  cerebral  hemisphere  and  brainstem.

109,110 

Captive  bolt  guns  are  powered  by  gunpowder  or 
compressed  air  and  must  provide  sufficient  energy  to 
penetrate  the  skull  of  the  species  on  which  they  are 
being  used.

109 

Adequate restraint is important to  ensure 

proper  placement  of  the  captive  bolt.  A  cerebral 
hemisphere  and  the  brainstem  must  be  sufficiently 
disrupted  by  the  projectile  to  induce  sudden  loss  of 
consciousness 

and 

subsequent 

death. 

Accurate 

placement of captive bolts for various species has been 
described.

109-112 

A  multiple  projectile  has  been 

suggested as a more effective technique, especially for 
large cattle.

109 

A  nonpenetrating  captive  bolt  only  stuns  animals 

and  should  not  be  used  as  a  sole  means  of  euthanasia 

(see â€śStunning” under â€śAdjunctive Methods”). 

Advantage

—The  penetrating  captive  bolt  is  an 

effective  method  of  euthanasia  for  use  in  slaughter­
houses, in research facilities,  and on the farm when use 
of drugs is inappropriate. 

Disadvantages—(1) 

It  is  aesthetically  displeasing. 

(2)  Death  may  not  occur  if  equipment  is  not  main­
tained and used properly. 

Recommendations—

Use  of  the  penetrating  captive 

bolt is an acceptable and practical method of euthanasia 
for  horses,  ruminants,  and  swine.  It  is  conditionally 
acceptable  in  other  appropriate  species.  The  non-
penetrating  captive  bolt  must  not  be  used  as  a  sole 
method of euthanasia. 

E

UTHANASIA BY A BLOW TO THE HEAD 

Euthanasia by a blow to the head must be evaluated 

in  terms  of  the  anatomic  features  of  the  species  on 
which it is to be performed. A blow to the head can be 
a  humane  method  of  euthanasia  for  neonatal  animals 
with thin craniums, such as young pigs, if a single sharp 
blow delivered to the central skull bones with sufficient 
force  can  produce  immediate  depression  of  the  central 
nervous  system  and  destruction  of  brain  tissue.  When 
properly  performed,  loss  of  consciousness  is  rapid. 
The  anatomic  features  of  neonatal  calves,  however, 
make  a  blow  to  the  head  in  this  species  unacceptable. 
Personnel performing euthanasia by use of a blow to the 
head  must  be  properly  trained  and  monitored  for 

proficiency  with  this  method  of  euthanasia,  and  they 
must be aware of its aesthetic implications. 

G

UNSHOT 

A  properly  placed  gunshot  can  cause  immediate 

insensibility  and  humane  death.  In  some  circum­
stances,  a gunshot  may be the only practical  method  of 
euthanasia.  Shooting  should  only  be  performed  by 
highly  skilled  personnel  trained  in  the  use  of  firearms 
and  only  in  jurisdictions  that  allow for  legal  firearm 
use.  Personnel,  public,  and  nearby  animal  safety 
should  be  considered.  The  procedure  should  be  per­
formed outdoors and away from public access. 

For  use  of  a  gunshot  to  the  head  as  a  method  of 

euthanasia  in  captive  animals,  the  firearm  should  be 
aimed  so  that  the  projectile  enters  the  brain,  causing 
instant loss of consciousness.

51,112-114 

This must take into 

account  differences  in  brain  position  and  skull  confor­
mation  between  species,  as  well  as  the  energy  require­
ment  for  skull  bone  and  sinus  penetration.

109,115 

Accurate  targeting  for  a  gunshot  to  the  head  in  various 
species  has  been  described.

114,116-119 

For  wildlife  and 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

13 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

other  freely  roaming  animals,  the  preferred  target  area 
should  be  the  head.  The  appropriate  firearm  should  be 
selected  for the situation, with the goal being penetra­
tion  and  destruction  of  brain  tissue  without  emergence 
from  the  contralateral  side  of  the  head.

120 

A  gunshot 

to  the  heart  or  neck  does  not  immediately  render 
animals unconscious and thus is not considered to meet 
the panel’s definition of euthanasia.

121 

Advantages—(1) 

Loss  of  consciousness  is  instanta­

neous  if  the  projectile  destroys  most  of  the  brain.  (2) 
Given the need to minimize stress induced by handling 
and  human  contact,  gunshot  may  at  times  be  the  most 
practical  and  logical  method  of  euthanasia  of  wild  or 
free-ranging species. 

Disadvantages—(1) 

Gunshot  may  be  dangerous  to 

personnel.  (2)  It  is  aesthetically  unpleasant.  (3)  Under 
field conditions, it may be difficult to hit the vital tar­
get area. (4) Brain tissue may not be able to be exam­
ined for evidence of rabies infection or chronic wasting 
disease when the head is targeted. 

Recommendations

—When  other  methods  cannot 

be  used,  an  accurately  delivered  gunshot  is  a  condi­
tionally  acceptable  method  of  euthanasia.114,122-125 
When  an  animal  can  be  appropriately  restrained,  the 
penetrating  captive  bolt  is  preferred  to  a  gunshot.  Prior 
to  shooting,  animals  accustomed  to  the  presence  of 
humans  should  be  treated  in  a  calm  and  reassuring 
manner  to  minimize  anxiety.  In  the  case  of  wild  ani­
mals,  gunshots  should  be  delivered  with  the  least 
amount  of  prior  human  contact  necessary.  Gunshot 

should  not be used  for  routine euthanasia of animals in 
animal  control  situations,  such  as  municipal  pounds  or 
shelters. 

C

ERVICAL DISLOCATION 

Cervical  dislocation  is  a  technique  that  has  been 

used  for  many  years  and,  when  performed  by  well-
trained  individuals,  appears  to  be  humane.  However, 
there  are  few  scientific  studies  to  confirm  this  observa­
tion. This technique is used to euthanatize poultry, other 
small  birds,  mice,  and  immature  rats  and  rabbits.  For 
mice and rats, the thumb and index finger are placed on 
either  side  of  the  neck  at  the  base  of  the  skull  or, 
alternatively,  a  rod  is  pressed  at  the  base  of  the  skull. 
With  the  other  hand,  the  base  of  the  tail  or  the  hind 
limbs  are quickly pulled,  causing  separation of  the cer­
vical  vertebrae  from  the  skull.  For  immature  rabbits, 
the  head  is  held  in  one  hand  and  the  hind  limbs  in  the 
other.  The  animal  is  stretched  and  the  neck  is  hyperex­
tended and dorsally twisted to separate the first cervical 
vertebra  from  the  skull.

72,  111 

For  poultry,  cervical  dis­

location  by  stretching  is  a  common  method  for  mass 
euthanasia,  but  loss  of  consciousness  may  not  be 
instantaneous.

134 

Data  suggest  that  electrical  activity  in  the  brain 

persists for 13 seconds following cervical dislocation, 

127 

and  unlike  decapitation,  rapid  exsanguination  does  not 
contribute to loss of consciousness.

128, 129 

Advantages—(1) 

Cervical  dislocation  is  a  tech­

nique that may induce rapid loss of consciousness.

84,  127 

(2)  It  does  not  chemically  contaminate  tissue.  (3)  It  is 
rapidly accomplished. 

Disadvantages—(1) 

Cervical  dislocation  may  be 

aesthetically  displeasing  to  personnel.  (2)  Cervical  dis­
location  requires  mastering  technical  skills  to  ensure 
loss  of  consciousness  is  rapidly  induced.  (3)  Its  use  is 
limited  to poultry,  other  small birds, mice,  and imma­
ture rats and rabbits. 

Recommendations

—Manual  cervical  dislocation  is 

a  humane  technique  for  euthanasia  of  poultry,  other 
small  birds,  mice,  rats  weighing  <  200  g,  and  rabbits 
weighing  <  1  kg  when  performed  by  individuals  with  a 
demonstrated  high  degree  of  technical  proficiency.  In 
lieu  of  demonstrated  technical  competency,  animals 
must  be  sedated  or  anesthetized  prior  to  cervical  dislo­
cation.  The  need  for  technical  competency  is  greater  in 
heavy rats and rabbits, in which the large muscle mass 
in  the  cervical  region  makes  manual  cervical  disloca­

tion  physically  more  difficult.

130 

In  research  settings, 

this  technique  should  be  used  only  when  scientifically 
justified  by  the  user  and  approved  by  the  Institutional 
Animal Care and Use Committee. 

Those  responsible  for  the  use  of  this  technique 

must  ensure  that  personnel  performing  cervical  dislo­
cation  techniques  have  been  properly  trained  and  con­
sistently apply it humanely and effectively. 

D

ECAPITATION 

Decapitation  can  be  used  to  euthanatize  rodents 

and  small  rabbits  in  research  settings.  It  provides  a 
means  to  recover  tissues  and  body  fluids  that  are  chem­
ically  uncontaminated.  It  also  provides  a  means  of 
obtaining  anatomically  undamaged  brain  tissue  for 
study.

131 

Although  it  has  been  demonstrated  that  electrical 

activity  in  the  brain  persists  for  13  to  14  seconds  fol­
lowing  decapitation,

132 

more  recent  studies  and  reports 

indicate  that  this  activity  does  not  infer  the  ability  to 
perceive  pain,  and  in  fact  conclude  that  loss  of  con­
sciousness develops rapidly.

127-129 

Guillotines  that  are  designed  to  accomplish  decap­

itation in adult rodents and small rabbits in a uniformly 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

14 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

instantaneous manner are commercially available. 

Guillotines  are  not  commercially  available  for 

neonatal  rodents,  but  sharp  blades  can  be  used  for  this 
purpose. 

Advantages—(1) 

Decapitation  is  a  technique  that 

appears  to  induce  rapid  loss  of  consciousness.

127-129 

(2) 

It  does  not  chemically  contaminate  tissues.  (3)  It  is 
rapidly accomplished. 

Disadvantages—(1) 

Handling  and  restraint 

required to perform this technique may be distressful to 
animals.

83 

(2)  The  interpretation  of  the  presence  of 

electrical activity in the brain following decapitation has 
created controversy and its importance may still be open 
to  debate.

127-129,132 

(3)  Personnel  performing  this 

technique  should  recognize  the  inherent  danger  of  the 
guillotine  and  take  adequate  precautions  to  prevent 
personal  injury.  (4)  Decapitation  may  be  aesthetically 
displeasing  to  personnel  performing  or  observing  the 
technique. 

Recommendations

—This  technique  is  conditionally 

acceptable if performed correctly, and it should be used 
in  research  settings  when  its  use  is  required  by  the 
experimental  design  and  approved  by  the  Institutional 
Animal  Care  and  Use  Committee.  The  equipment  used 
to  perform  decapitation  should  be  maintained  in  good 
working order and serviced on a regular basis to ensure 
sharpness of blades. The use of plastic cones to restrain 
animals  appears  to  reduce  distress  from  handling,  min­
imizes  the  chance  of  injury  to  personnel,  and  improves 
p o s i t i o n i n g  o f  t he  a ni ma l  i n  t he  g u i l l o t i n e . 
Decapitation  of  amphibians,  fish,  and  reptiles  is 
addressed elsewhere in these guidelines. 

Those  responsible  for  the  use  of  this  technique 

must  ensure  that  personnel  who  perform  decapitation 
techniques have been properly trained to do so. 

E

LECTROCUTION 

Electrocution,  using  alternating  current,  has  been 

used as a method of euthanasia for species such as dogs, 
cattle,  sheep,  swine,  foxes,  and 

mink.

113,133-138 

Electrocution  induces  death  by  cardiac  fibrillation, 
which  causes  cerebral  hypoxia.

135,137,139 

However,  ani­

mals  do  not  lose  consciousness  for  10  to  30  seconds  or 
more  after  onset  of  cardiac  fibrillation.  It  is  imperative 
that  animals  be  unconscious  before  being  electrocuted. 
This  can  be  accomplished  by  any  acceptable  means, 
including electrical stunning.

25 

Although an effective, 1­

step  stunning  and  electrocution  method  has  been 
described  for  use  in  sheep  and  hogs,  euthanasia  by 
electrocution  in  most  species  remains  a  2-step 
procedure.

25, 63,140 

Advantages—(1) 

Electrocution  is  humane  if  the 

animal  is  first  rendered  unconscious.  (2)  It  does  not 
chemically contaminate tissues. (3) It is economical. 

Disadvantages—(1) 

Electrocution may be hazardous 

to  personnel.  (2)  When  conventional  single-animal 
probes are used, it may not be a useful method for mass 
euthanasia because so much time is required per animal. 
(3)  It  is  not  a  useful  method  for  dangerous,  intractable 
animals.  (4)  It  is  aesthetically  objectionable  because  of 
violent  extension  and  stiffening  of  the  limbs,  head, 
and neck. (5) It may not result in death in small animals 
(<  5  kg)  because  ventricular  fibrillation  and  circulatory 
collapse  do  not  always  persist  after  cessation  of  current 
flow. 

Recommendations

—Euthanasia 

by  electrocution 

requires  special  skills  and  equipment  that  will  ensure 
passage  of  sufficient  current  through  the  brain  to 
induce  loss  of  consciousness  and  cardiac  fibrillation  in 
the  1-step  method  for  sheep  and  hogs,  or  cardiac  fib­
rillation  in  the  unconscious  animal  when  the  2-step 
procedure is used. Although the method is conditionally 
acceptable  if  the  aforementioned  requirements  are  met, 
its  disadvantages  far  outweigh  its  advantages  in  most 
applications. Techniques that apply electric current from 
head  to  tail,  head  to  foot,  or  head  to  moistened  metal 

plates on which the animal is standing are unacceptable. 

M

ICROWAVE IRRADIATION 

Heating  by  microwave  irradiation  is  used  primarily 

by neurobiologists to fix brain metabolites 

in vivo 

while 

maintaining  the  anatomic  integrity  of  the  brain.

141 

Microwave 

instruments 

have 

been 

specifically 

designed  for  use  in  euthanasia  of  laboratory  mice 
and rats. The instruments differ in design from kitchen 
units  and  may  vary  in  maximal  power  outp ut  fro m 
1 .3  to  10  kw.  All  u nits  direct  their  microwave 
energy  to  the  head  of  the  animal.  The  power 
required  to  rapidly  halt  brain  enzyme  activity  depends 
on  the  efficiency  of  the  unit,  the  ability  to  tune  the 
resonant  cavity  and  the  size  of  the  rodent  head.

142 

There  is  considerable  variation  among  instruments 
in  the  time  required  for  loss  of  consciousness  and 
euthanasia. A 10 kw, 2,450 MHz instrument operated at 
a power of 9 kw will increase the brain temperature of 
18  to  28  g  mice  to  79  C  in  330  ms,  and  the  brain 
temperature  of  250  to  420  g  rats  to  94  C  in  800 

143

ms.

Advantages—(1) 

Loss 

of 

consciousness 

is 

achieved  in  less  than  100  ms,  and  death  in  less  than  1 
second.  (2)  This  is  the  most  effective  method  to  fix 
brain tissue 

in vivo 

for subsequent assay of enzymatically 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

15 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

labile chemicals. 

Disadvantages—(1) 

Instruments  are  expensive.  (2) 

Only animals the size  of  mice and  rats can be euthana­
tized  with  commercial  instruments  that  are  currently 
available. 

Recommendations

—Microwave  irradiation  is  a 

humane  method  for  euthanatizing  small  laboratory 
rodents  if  instruments  that  induce  rapid  loss  of  con­
sciousness  are  used.  Only  instruments  that  are 
designed  for  this  use  and  have  appropriate  power  and 
microwave  distribution  can  be  used.  Microwave  ovens 
designed  for  domestic  and  institutional  kitchens  are 
absolutely unacceptable for euthanasia. 

T

HORACIC 

(

CARDIOPULMONARY

CARDIAC

COMPRESSION 

Thoracic  (cardiopulmonary,  cardiac)  compression 

is  used  to  euthanatize  small- to  medium-sized  free-
ranging  birds  when  alternate  techniques  described  in 
these guidelines are not practical.

144 

Advantages—(1) 

This  technique  is  rapid.  (2)  It  is 

apparently  painless.  (3)  It  maximizes  carcass  use  for 
analytical/contaminant studies. 

Disadvantages—(1) 

It  may  be  considered  aestheti­

cally unpleasant by onlookers. (2) The degree of distress 
is unknown. 

Recommendations

—Thoracic 

(cardiopulmonary, 

cardiac)  compression  is  a  physical  technique  for  avian 
euthanasia  that  has  applicability  in  the  field  when 
other  methods  cannot  be  used.  It  is  accomplished  by 
bringing the thumb and forefinger of one hand under the 
bird’s wing from the posterior and placing them against 
the  ribs.

144 

The  forefinger  of  the  other  hand  is  placed 

against  the  ventral  edge  of  the  sternum,  just  below  the 
furculum. All fingers are brought together forcefully and 
held  under  pressure  to  stop  the  heart  and  lungs. Loss 
of  consciousness  and  death  develop  quickly.  Proper 
training  is  needed  in  the  use  of  this  t e c h n i q ue  t o 
a v o i d  t r a u ma  t o  t he  b i r d .  Cardiopulmonary 
compression  is  not  appropriate  for  laboratory  settings, 
for large or diving birds,

144 

or for other species. 

K

ILL TRAPS 

Mechanical kill traps are used for the collection and 

killing  of  small,  free-ranging  mammals  for  commercial 
purposes  (fur,  skin,  or  meat),  scientific  purposes,  to 
stop  property  damage,  and  to  protect  human  safety. 
Their  use  remains  controversial,  and  the  panel 
recognized  that  kill  traps  do  not  always  render  a  rapid 
or  stress-free  death  consistent  with  criteria  for 
euthanasia  found  elsewhere  in  this  document.  For  this 

reason,  use  of  live  traps  followed  by  other  methods  of 
euthanasia is preferred. There are a few situations when 
that  is  not  possible  or  when  it  may  actually  be  more 
stressful to the animals or dangerous to humans to use 
live  traps.  Although  newer  technologies  are  improving 
kill trap performance in achieving loss of consciousness 
quickly,  individual  testing  is  recommended  to  be 
sure  the  trap  is  working properly.

145 

If kill traps must 

be  used,  the  most  humane  available  must  be 
chosen,

146-148 

as  evaluated  b y  u s e  o f  International 

Organization 

for 

Standardization 

(ISO) 

testing 

procedures,

149 

or by the methods of Gilbert,

150 

Proulx et 

al,

151,152 

or Hiltz and Roy.

153 

To  reach  the  required  level  of  efficiency,  traps  may 

need  to  be  modified  from  manufacturers’  production 
standards.  In  addition,  as  specified  in  scientific  studies, 
trap  placement  (ground  versus  tree  sets),  bait  type,  set 
location,  selectivity  apparatus,  body  placement  modi­
fying devices (eg, sidewings, cones), trigger sensitivity, 
and  trigger  type,  size,  and  conformation  are  essential 
considerations  that  could  affect  a  kill  trap’s  ability  to 
reach these standards. 

Several  kill  traps,  modifications,  and  set  specifics 

have been scientifically evaluated and found to meet the 
afore  referenced  standards  for  various  species.

151,  152,154­

167 

Advantage

—Free-ranging  small  mammals  may  be 

killed  with  minimal  distress  associated  with  handling 
and human contact. 

Disadvantages—(1) 

Traps  may  not  afford  death 

within  acceptable  time  periods.  (2)  Selectivity  and  effi­
ciency  is  dependent  on  the  skill  and  proficiency  of  the 
operator. 

Recommendations

—Kill  traps  do  not  always  meet 

the panel’s criteria for euthanasia. At the same time, it is 
recognized  that  they  can  be  practical  and  effective  for 
scientific animal collection when used in a  manner that 
ensures  selectivity,  a  swift  kill,  no  damage  to  body  parts 
needed  for  field  research,  and  minimal  potential  for 
injury  of  nontarget  species.

168,169 

Traps  need  to  be 

checked  at  least  once  daily.  In  those  instances  when  an 
animal is wounded or captured but not dead, the animal 
must be  killed  quickly and  humanely.  Kill traps  should 
be  used  only  when  other  acceptable  techniques  are 
impossible  or  have  failed.  Traps  for  nocturnal  species 
should  not be activated during the day to avoid  capture 
of  diurnal  species.

168 

Trap  manufacturers  should 

strive  to  meet  their  responsibility  of  minimizing  pain 
and suffering in target species. 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

16 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

M

ACERATION 

Maceration,  via  use  of  a  specially  designed 

mechanical  apparatus  having  rotating  blades  or 
projections,  causes  immediate  fragmentation  and  death 
of  day-old  poultry  and  embryonated  eggs.  A  review

217 

of  the  use  of  commercially  available  macerators  for 
euthanasia  of  chicks,  poults,  and  pipped  eggs  indicates 
that  death  by  maceration  in  day-old  poultry  occurs 
immediately with minimal pain and distress. Maceration 
is  an  alternative  to  the  use  of  carbon  dioxide  for 
euthanasia of day-old poultry. Maceration is believed to 
be  equivalent  to  cervical  dislocation  and  cranial 
compression as to time element, and is considered to be 
an  acceptable  means  of  euthanasia  for  newly  hatched 
poultry  by  the  Federation  of  Animal  Science 
Societies,

220 

Agriculture Canada,

221 

World Organization 

for Animal Health (OIE),

222 

and European Union.

223 

Advantages—(1) 

Death  is  almost  instantaneous.  (2) 

The  method  is  safe  for  workers.  (3)  Large  numbers  of 
animals can be killed quickly. 

Disadvantages—(1) 

Special  equipment  is  required. 

(2) Macerated tissues may present biosecurity risks. 

Recommendations

—Maceration 

requires 

special 

equipment that must be kept in excellent working order. 
Chicks must be delivered to the macerator in a way and 
at a rate that prevents a backlog of chicks at the point of 
entry  into  the  macerator  and  without  causing  injury, 
suffocation,  or  avoidable  distress  to  the  chicks  before 
maceration. 

A

DJUNCTIVE METHODS 

Stunning and  pithing, when  properly done, induce

loss  of  consciousness  but  do  not  ensure  death. 
Therefore,  these  methods  must  be  used  only  in  con­
junction  with  other  procedures,

123 

such  as  pharmaco­

logic  agents,  exsanguination,  or  decapitation  to  eutha­
natize the animal. 

Exsanguination 

Exsanguination  can  be  used  to  ensure  death  sub­

sequent  to  stunning,  or  in  otherwise  unconscious  ani­
mals.  Because  anxiety  is  associated  with  extreme  hypo­
volemia,  exsanguination  must  not  be  used  as  a  sole 
means  of  euthanasia.

170 

Animals  may  be  exsanguinated 

to  obtain  blood  products,  but  only  when  they  are 
sedated, stunned, or anesthetized.

171 

Stunning 

Animals  may be stunned  by  a blow to  the  head, by 

use  of  a  nonpenetrating  captive  bolt,  or  by use  of  elec­
tric current.  Stunning  must  be  followed  immediately 

by  a  method  that  ensures  death.  With  stunning,  evalu­
ating  loss  of  consciousness  is  difficult,  but  it  is  usually 
associated  with  a  loss  of  the  menace  or  blink  response, 
pupillary  dilatation,  and  a  loss  of  coordinated  move­
ments.  Specific  changes  in  the  electroencephalogram 
and a loss of visually evoked responses are also thought 
to indicate loss of consciousness.

60, 172 

Blow to the head

—Stunning by a blow to the head 

is  used  primarily  in  small  laboratory  animals  with  thin 
craniums.

9, 173-175 

A single sharp blow must be delivered to 

the  central  skull  bones  with  sufficient  force  to  produce 
immediate  depression  of  the  central  nervous  system. 
When properly done, consciousness is lost rapidly. 

Nonpenetrating  captive  bolt

—A  nonpenetrating 

captive bolt may be used to induce loss of conscious­
ness  in  ruminants,  horses,  and  swine.  Signs  of  effective 
stunning  by  captive  bolt  are  immediate  collapse  and  a 
several  second  period  of  tetanic  spasm,  followed  by 
slow  hind  limb  movements  of  increasing  frequency. 

60,176 

Other  aspects  regarding  use  of  the  nonpenetrating 

captive  bolt  are  similar  to  the  use  of  a  penetrating 
captive bolt, as previously described. 

Electrical  stunning

—Alternating  electrical  current 

has  been  used  for  stunning  species  such  as  dogs,  cattle, 
sheep, goats, hogs, fish and chickens.

133,134,140,177,178 

Experiments  with  dogs  have  identified  a  need  to 

direct  the  electrical  current  through  the  brain  to  induce 
rapid  loss  of  consciousness.  In  dogs,  when  electricity 
passes  only  between  fore- and  hind  limbs  or  neck  and 
feet,  it  causes  the  heart  to  fibrillate  but  does  not 
induce  sudden  loss  of  consciousness.

139 

For  electrical 

stunning  of  any  animal,  an  apparatus  that  applies 
electrodes  to  opposite  sides  of  the  head,  or  in  another 
way directs electrical current immediately through  the 
brain,  is  necessary  to  induce  rapid  loss  of 
consciousness.  Attachment  of  electrodes  and  animal 
restraint  can  pose  problems  with  this  form  of  stunning. 
Signs of effective electrical  stunning  are  extension  of 
the  limbs,  opisthotonos,  downward  rotation  of  the 
eyeballs,  and  tonic  spasm  changing  to  clonic  spasm, 
with eventual muscle flaccidity. 

Electrical  stunning  should  be  followed  promptly 

by  electrically  induced  cardiac  fibrillation,  exsanguina­
tion,  or  other  appropriate  methods  to  ensure  death. 
Refer  to  the  section  on  electrocution  for  additional 
information. 

Pithing 

In  general,  pithing  is  used  as  an  adjunctive  proce­

dure to ensure death in an animal that has been rendered 
unconscious  by  other  means.  For  some  species,  such 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

17 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

as frogs, with anatomic features that facilitate easy access 
to the central nervous system, pithing may be used as a 
sole means of euthanasia, but an anesthetic overdose is a 
more suitable method. 

SPECIAL CONSIDERATIONS 

E

QUINE EUTHANASIA 

Pentobarbital  or  a  pentobarbital  combination  is 

the  best  choice  for  equine  euthanasia.  Because  a  large 
volume  of  solution  must  be  injected,  use  of  an  intra­
venous catheter  placed  in the jugular  vein will facilitate 
the  procedure.  To  facilitate  catheterization  of  an 
excitable  or  fractious  animal,  a  tranquilizer  such  as 
acepromazine,  or  an  alpha-2  adrenergic  agonist  can  be 
administered,  but  these  drugs  may  prolong  time  to 
loss  of  consciousness  because  of  their  effect  on 
circulation  and  may  result  in  varying  degrees  of 
muscular  activity  and  agonal  gasping.  Opioid  agonists 
or  agonist/antagonists  in  conjunction  with  alpha-2 
adrenergic agonists may further facilitate restraint. 

In  certain  emergency  circumstances,  such  as 

euthanasia  of  a  horse  with  a  serious  injury  at  a  race­
track, it may be difficult to restrain a dangerous horse 
or  other  large  animal  for  intravenous  injection.  The 
animal  might  cause  injury  to  itself  or  to  bystanders 
before  a  sedative  could  take  effect.  In  such  cases,  the 
animal  can  be  given  a  neuromuscular  blocking  agent 
such  as  succinylcholine,  but  the  animal  must  be  eutha­
natized  with  an  appropriate  technique  as  soon  as  the 
animal  can  be  controlled.  Succinylcholine  alone  or 
without  sufficient  anesthetic  must  not  be  used  for 
euthanasia. 

Physical  methods,  including  gunshot,  are  consid­

ered  conditionally  acceptable  techniques  for  equine 
euthanasia.  The  penetrating  captive  bolt  is  acceptable 
with appropriate restraint. 

A

NIMALS INTENDED FOR HUMAN OR ANIMAL FOOD 

In  euthanasia  of  animals  intended  for  human  or  ani­

mal  food,  chemical  agents  that  result  in  tissue  residues 
cannot be used, unless they are approved by the US Food 
and  Drug  Administration.

179 

Carbon  dioxide  is  the  only 

chemical  currently  used  for  euthanasia  of  food  animals 
(primarily  swine)  that  does  not  result  in  tissue  residues. 
Physical  techniques  are  commonly  used  for  this  reason. 
Carcasses  of  animals  euthanatized  by  barbituric  acid 
derivatives or other chemical agents may contain poten­
tially  harmful  residues.  These  carcasses  should  be  dis­
posed  of  in  a  manner  that  will  prevent  them  from  being 

consumed by human beings or animals. 

Selection  of  a  proper  euthanasia  technique  for  free-

ranging wildlife must take into account the possibility of 
consumption  of  the  carcass  of  the  euthanatized  animal 
by nontarget predatory or scavenger species. Numerous 
cases of toxicosis and death attributable to ingestion  of 
pharmaceutically  contaminated  carcasses  in  predators 
and  scavengers  have  been  reported.

107 

Proper  carcass 

disposal  must  be  a  part  of  any  euthanasia  procedure 
under free-range conditions where there is potential for 
consumption  toxicity.  When  carcasses  are  to  be  left  in 
the field, a gunshot to the head, penetrating captive bolt, 
or  injectable  agents  that  are  nontoxic  (potassium 
chloride  in  combination  with  a  nontoxic  general 
anesthetic)  should  be  used  so  that  the  potential  for 
scavenger or predator toxicity is lessened. 

E

UTHANASIA  OF  NONCONVENTIONAL  SPECIES

ZOO

WILD

AQUATIC

AND ECTOTHERMIC ANIMALS 

Compared  with  objective  information  on  compan­

ion,  farm,  and  laboratory  animals,  euthanasia  of 
species  such  as  zoo,  wild,  aquatic,  and  ectothermic  ani­
mals  has  been  studied  less,  and  guidelines  are  more 
limited. Irrespective of the unique or unusual features of 
some  species,  whenever  it  becomes  necessary  to 
euthanatize  an  animal,  death  must  be  induced  as  pain­
lessly and quickly as possible. 

When  selecting  a  means  of  euthanasia  for  these 

species,  factors  and  criteria  in  addition  to  those 
previously  discussed  must  be  considered.  The  means 
selected will depend on the species, size, safety aspects, 
location  of  the  animals  to  be  euthanatized,  and 
experience  of  personnel.  Whether  the  animal  to  be 
euthanatized is in the wild, in captivity, or free-roaming 
are major considerations. Anatomic differences must be 
considered. For example, amphibians, fish, reptiles, and 
marine  mammals  differ  anatomically  from  domestic 
species.  Veins  may be  difficult  to  locate.  Some  species 
have a carapace or other defensive anatomic adaptations 

(eg, quills, scales, spines). For physical methods, access 
to  the  central  nervous  system  may  be  difficult  because 
the  brain  may  be  small  and  difficult  to  locate  by 
inexperienced persons. 

Zoo  Animals 

For  captive  zoo  mammals  and  birds  with  related 

domestic  counterparts,  many  of  the  means  described 
previously  are  appropriate.  However,  to  minimize 
injury  to  persons  or  animals,  additional  precautions 
such  as  handling  and  physical  or  chemical  restraint  are 
important considerations.16 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

18 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

Wildlife 

For  wild  and  feral  animals,  many  recommended 

means of euthanasia for  captive animals are not feasi­
ble.  The  panel  recognized  there  are  situations  involving 
free-ranging  wildlife  when  euthanasia  is  not  possible 
from  the  animal  or  human  safety  standpoint,  and 
killing  may  be  necessary.  Conditions  found  in  the  field, 
although  more  challenging  than  those  that  are  con­
trolled, do not in any way reduce or minimize the eth­
ical  obligation  of  the  responsible  individual  to  reduce 
pain and distress to the greatest extent possible during 
the  taking  of  an  animal’s  life.  Because  euthanasia  of 
wildlife  is  often  performed  by  lay  personnel  in  remote 
settings,  guidelines  are  needed  to  assist  veterinarians, 
wildlife  biologists,  and  wildlife  health  professionals  in 
developing  humane  protocols  for  euthanasia  of 
wildlife. 

In  the  case  of  free-ranging  wildlife,  personnel  may 

not  be  trained  in  the  proper  use  of  remote  anesthesia, 
proper  delivery  equipment  may  not  be  available,  per­
sonnel  may  be  working  alone  in  remote  areas  where 
accidental  exposure  to  potent  anesthetic  medications 
used  in  wildlife  capture  would  present  a  risk  to  human 
safety,  or  approaching  the  animal  within  a  practical 
darting distance may not be possible. In these cases, the 
only  practical  means  of  animal  collection  may  be 
gunshot  and  kill  trapping.

13,180-184 

Under  these  condi­

tions,  specific  methods  chosen  must  be  as  age-, 
species-,  or  taxonomic/class-specific  as  possible.  The 
firearm  and  ammunition  should  be  appropriate  for  the 
species  and  purpose.  Personnel  should  be  sufficiently 
skilled to be accurate, and they should be experienced in 
the  proper  and  safe  use  of  firearms,  complying  with 
laws  and  regulations  governing  their  possession  and 
use. 

Behavioral  responses  of  wildlife  or  captive  nontra­

ditional  species  (zoo)  in  close  human  contact  are  very 
different from those of domestic animals. These animals 
are usually frightened and distressed. Thus, minimizing 
the  amount,  degree,  and/or  cognition  of  human 
contact  during  procedures  that  require  handling  is  of 
utmost  importance.  Handling  these  animals  often 
requires  general  anesthesia,  which  provides  loss  of 
consciousness  and  which  relieves  distress,  anxiety, 
apprehension,  and  perception  of  pain.  Even  though  the 
animal  is  under  general  anesthesia,  minimizing  audito­
ry,  visual,  and  tactile  stimulation  will  help  ensure  the 
most stress-free euthanasia possible.  With use of  gen­
eral  anesthesia,  there  are  more  methods  for  euthanasia 
available. 

A  2-stage  euthanasia  process  involving  general 

anesthesia,  tranquilization,  or  use  of  analgesics,  fol­
lowed  by  intravenous  injectable  pharmaceuticals, 
although  preferred,  is  often  not  practical.  Injectable 
anesthetics are not always legally or readily available to 
those  working  in  nuisance  animal  control,  and  the  dis­
tress  to  the  animal  induced  by live  capture,  transport 
to  a  veterinary  facility,  and  confinement  in  a  veterinary 
hospital  prior  to  euthanasia  must  be  considered  in 
choosing  the  most  humane  technique  for  the 
situation  at  hand.  Veterinarians  providing  support  to 
those working with injured or live-trapped, free-ranging 
animals  should  take  capture,  transport,  handling  dis­
tress,  and  possible  carcass  consumption  into  consider­
a t i o n  wh e n  a s k e d  t o  a s s i s t  wi t h  e u t ha na s i a . 
Alternatives  to  2-stage  euthanasia  using  anesthesia 
include a squeeze cage  with intraperitoneal injection of 
sodium  pentobarbital,  inhalant  agents  (CO

chamber, 

CO 

chamber), 

and 

gunshot. 

In 

cases 

where 

preeuthanasia  anesthetics  are  not  available,  intraperi­
toneal  injections  of  sodium  pentobarbital,  although 
slower  in  producing  loss  of  consciousness,  should  be 
considered  preferable  over  intravenous  injection,  if 
restraint  will  cause  increased  distress  to  the  animal  or 
danger to the operator. 

Wildlife  species  may  be  encountered  under  a 

variety  of  situations.  Euthanasia  of  the  same  species 
under  different  conditions  may  require  different  tech­
niques.  Even  in  a  controlled  setting,  an  extremely 
fractious  large  animal  may  threaten  the  safety  of  the 
practitioner,  bystanders,  and  itself.  When  safety  is  in 
question  and  the  fractious  large  animal,  whether  wild, 
feral,  or  domestic,  is  in  close  confinement,  neuro­
muscular  blocking  agents  may  be  used  immediately 
prior  to  the  use  of  an  acceptable  form of  euthanasia. 
For  this  technique  to  be  humane,  the  operator  must 
ensure  they  will  gain  control  over  the  animal  and  per­
fo r m  e u t h a n a s i a  b e fo r e  d i s t r e s s  d e v e l o p s . 
Succinylcholine  is  not  acceptable  as  a  method  of 

restraint for use in free-ranging wildlife because animals 
may  not  be  retrieved  rapidly  enough  to  prevent 
neuromuscular  blocking  agent-induced  respiratory 
distress or arrest.

185 

Diseased,  Injured,  or  Live-Captured  Wildlife 

or  Feral  Species 

Euthanasia  of  diseased,  injured,  or  live-trapped 

wildlife should be performed by qualified professionals. 
Certain cases of wildlife injury (eg, acute, severe trauma 
from  automobiles)  may  require  immediate  action, 
and  pain  and  suffering  in  the  animal  may  be  best 
relieved  most  rapidly  by  physical  methods  including 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

19 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

AVMA Guidelines on Euthanasia

20

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia)

gunshot or penetrating captive bolt followed by
exsanguination.

Birds

Many techniques discussed previously in these

guidelines are suitable for euthanasia of captive birds
accustomed to human contact. Free-ranging birds may
be collected by a number of methods, including nets
and live traps, with subsequent euthanasia. For collec-
tion by firearm, shotguns are recommended. The bird
should be killed outright by use of ammunition loads
appropriate for the species to be collected. Wounded
birds should be killed quickly by appropriate techniques
previously described. Large birds should be anesthetized
prior to euthanasia, using general anesthetics.

Amphibians, Fish, and Reptiles

Euthanasia of ectothermic animals must take into

account differences in their metabolism, respiration, and
tolerance to cerebral hypoxia. In addition, it is often
more difficult to ascertain when an animal is dead.
Some unique aspects of euthanasia of amphibians,
fishes, and reptiles have been described.

13,51,186,187

Injectable agents

—Sodium pentobarbital (60 to

100 mg/kg of body weight) can be administered intra-
venously, intraabdominally, or intrapleuroperitoneally
in most ectothermic animals, depending on anatomic
features. Subcutaneous lymph spaces may also be
used in frogs and toads. Time to effect may be variable,
with death occurring in up to 30 minutes.

1,187,188

Barbiturates other than pentobarbital can cause pain on
injection.

189

Clove oil

—Because adequate and appropriate clin-

ical trials have not been performed on fish to evaluate
its effects, use of clove oil is not acceptable.

External or topical agents

—Tricaine methane sul-

fonate (TMS, MS-222) may be administered by various
routes to euthanatize. For fish and amphibians, this
chemical may be placed in water.

190-193

Large fish may

be removed from the water, a gill cover lifted, and a con-
centrated solution from a syringe flushed over the gills.
MS 222 is acidic and in concentrations

≥

500 mg/L

should be buffered with sodium bicarbonate to satura-
tion resulting in a solution pH of 7.0 to 7.5.105 MS 222
may also be injected into lymph spaces and pleu-
roperitoneal cavities.

194

These are effective but expen-

sive means of euthanasia.

Benzocaine hydrochloride, a compound similar to

TMS, may be used as a bath or in a recirculation system
for euthanasia of fish

184

or amphibians.

13

Benzocaine is

not water soluble and therefore is prepared as a stock

solution (100 g/L), using acetone or ethanol, which may
be irritating to fish tissues. In contrast, benzocaine
hydrochloride is water soluble and can be used direct-
ly

for

anesthesia

or

euthanasia.

1 05

A

concentration

≥

250 mg/L can be used for euthanasia.

Fish should be left in the solution for at least 10 minutes
following cessation of opercular movement.

104

The anesthetic agent 2-phenoxyethanol is used at

concentrations of 0.5 to 0.6 ml/L or 0.3 to 0.4 mg/L for
euthanasia of fish. Death is caused by respiratory col-
lapse. As with other agents, fish should be left in solu-
tion for 10 minutes following cessation of opercular
movement.

195,196

Inhalant agents

—Many reptiles and amphibians,

including chelonians, are capable of holding their breath
and converting to anaerobic metabolism, and can
survive long periods of anoxia (up to 27 hours for some
species).

197-202

Because of this ability to tolerate anoxia,

induction of anesthesia and time to loss of con-
sciousness may be greatly prolonged when inhalants
are used. Death in these species may not occur even
after prolonged inhalant exposure.

203

Lizards, snakes,

and fish do not hold their breath to the same extent
and can be euthanatized by use of inhalant agents.

Carbon dioxide

—Amphibians,

1

reptiles,

1

and

fish

203-205

may be euthanatized with CO

2

. Loss of con-

sciousness

develops

rapidly,

but

exposure

times

required for euthanasia are prolonged. This technique is
more effective in active species and those with less
tendency to hold their breath.

Physical methods

—Line drawings of the head of

various amphibians and reptiles, with recommended
locations for captive bolt or firearm penetration, are
available.

13

Crocodilians and other large reptiles can

also be shot through the brain.

51

Decapitation with heavy shears or a guillotine is

effective for some species that have appropriate
anatomic features. It has been assumed that stopping
blood supply to the brain by decapitation causes rapid
loss of consciousness. Because the central nervous sys-
tem of reptiles, fish, and amphibians is tolerant to
hypoxic and hypotensive conditions,

13

decapitation must

be followed by pithing.

188

Two-stage euthanasia procedures

—Propofol and

ultrashort-acting barbiturates may be used for these
species to produce rapid general anesthesia prior to final
administration of euthanasia.

In

zoos

and

clinical

settings,

neuromuscular

blocking agents are considered acceptable for restraint
of reptiles if given immediately prior to administration
of a euthanatizing agent.

background image

Most  amphibians,  fishes,  and  reptiles  can  be 

euthanatized  by  cranial  concussion  (stunning)  followed 
by decapitation, pithing, or some other physical method. 

Severing  the  spinal  cord  behind  the  head  by 

pithing  is  an  effective  method  of  killing  some 
ectotherms.  Death  may  not  be  immediate  unless  both 
the brain and  spinal cord  are pithed.  For  these animals, 
pithing of the spinal cord should be followed by decap­
itation and pithing of the brain or by another appropriate 
procedure.  Pithing  requires  dexterity  and  skill  and 
should  only  be  done  by  trained  personnel.  The  pithing 
site in frogs is the foramen magnum, and it is identified 
by a slight midline skin depression posterior to the eyes 
with the neck flexed.

187 

Cooling

—It  has  been  suggested  that,  when  using 

physical  methods  of  euthanasia  in  ectothermic  species, 
cooling  to  4  C  will  decrease  metabolism  and  facilitate 
handling,  but  there  is  no  evidence  that  whole  body 
cooling  reduces  pain  or  is  clinically  efficacious.

206 

Local 

cooling in frogs does reduce nociception, and this may 
be partly opioid mediated. 

207 

Immobilization of reptiles 

by  cooling  is  considered  inappropriate  and  inhumane 
even  if  combined  with  other  physical  or  chemical 
methods  of  euthanasia.  Snakes  and  turtles,  immobi­
lized  by  cooling,  have  been  killed  by  subsequent  freez­
ing. This method is not recommended.

13 

Formation of 

ice  crystals  on  the  skin  and  in  tissues  of  an  animal  may 
cause  pain  or  distress.  Quick  freezing  of  deeply  anes­
thetized animals is acceptable.

208 

Marine  Mammals 

Barbiturates  or  potent  opioids  (eg,  etorphine 

hydrochloride  [M  99]  and  carfentanil)  are  the  agents  of 
choice  for  euthanasia  of  marine  mammals,

209 

although  it  is  recognized  their  use  is  not  always 
possible  and  can  be  potentially  dangerous  to 
personnel. An accurately placed gunshot may also be a 
conditionally  acceptable  method  of  euthanasia  for 
some 

species 

and 

sizes 

of 

stranded  marine 

mammals.

51,209,210 

For  stranded  whales  or  other  large  cetaceans  or 

pinnipeds,  succinylcholine  chloride  in  conjunction 
with  potassium  chloride,  administered  intravenously 
or  intraperitoneally,  has  been  used.

211 

This  method, 

which  is  not  an  acceptable  method  of  euthanasia  as 
defined  in  these  guidelines,  leads  to  complete  paralysis 
of  the  respiratory  musculature  and  eventual  death 
attributable  to  hypoxemia.

209 

This  method  may  be 

more  humane  than  allowing  the  stranded  animal  to 
suffocate  over  a  period  of  hours  or  days  if  no  other 
options are available. 

E

UTHANASIA OF ANIMALS RAISED FOR FUR 

PRODUCTION 

Animals  raised  for  fur  are  usually  euthanatized 

individually  at  the  location  where  they  are  raised. 
Although  any  handling  of  these  species  constitutes  a 
stress,  it  is  possible  to  minimize  this  by  euthanatizing 
animals  in  or  near  their  cages.  For  the  procedures 
described  below,  please  refer  to  previous  sections  for 
more detailed discussion. 

Carbon  monoxide

—For  smaller  species,  CO 

appears  to  be  an  adequate  method  for  euthanasia. 
Compressed  CO  is  delivered  from  a  tank  into  an 
enclosed  cage  that  can  be  moved  adjacent  to  holding 
cages.  Using  the  apparatus  outside  reduces  the  risk  to 
humans;  however,  people  using  this  method  should 
still  be  made  aware  of  the  dangers  of  CO.  Animals 
introduced  into  a  chamber  containing  4%  CO  lost  con­
sciousness in 64 Â± 14 seconds and were dead within 215 
±  45  seconds.

80 

In  a  study  involving  electroen­

cephalography  of  mink  being  euthanatized  with  3.5% 
CO,  the  mink  were  comatose  in  21  Â±  7  seconds.212 
Only 1 animal should be introduced into the chamber 
at a time, and death should be confirmed in each case. 

Carbon  dioxide

—Administration  of  CO

is  also  a 

good  euthanasia  method  for  smaller  species  and  is  less 
dangerous  than  CO  for  personnel  operating  the  sys­
tem.  When  exposed  to  100%  CO

2

,  mink  lost  con­

sciousness in 19 Â± 4 seconds and were dead within 153 
±  10  seconds.  When  70%  CO

was  used  with  30%  O

2

mink  were  unconscious  in  28  seconds,  but  they  were 
not  dead  after  a  15-minute  exposure.

80 

Therefore,  if 

animals  are  first  stunned  by  70%  CO

2

,  they  should  be 

killed  by  exposure  to  100%  CO

or  by  some  other 

means.  As  with  carbon  monoxide,  only  one  animal 
should be introduced into the chamber at a time. 

Barbiturates

—Barbiturate  overdose  is  an  accept­

able  procedure  for  euthanasia  of  many  species  of  ani­
mals  raised  for  fur.  The  drug  is  injected  intraperi­
toneally and  the animal slowly loses consciousness. It 
is  important  that  the  death  of  each  animal  be  con­
firmed  following barbiturate injection. Barbiturates will 
contaminate  the  carcass;  therefore  the  skinned  carcass 
cannot be used for animal food. 

Electrocution

—Electrocution  has  been  used  for 

killing  foxes  and  mink.

135 

The  electric  current  must 

pass  through  the  brain  to  induce  loss  of  consciousness 
before  electricity is  passed  through  the  rest  of  the  body. 
Electrical  stunning  should  be  followed  by  euthanasia, 
using  some  other  technique.  Cervical  dislocation  has 
been  used  in  mink  and  other  small  animals  and  should 
be  done  within  20  seconds  of  electrical  stunning.213 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

21 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

Use  of  a  nose-to-tail  or  nose-to-foot  method

135 

alone 

may kill the animal by inducing cardiac fibrillation, but 
the animal may be conscious for a period of time before 
death. Therefore, these techniques are unacceptable. 

P

RENATAL AND NEONATAL EUTHANASIA 

When  ovarian  hysterectomies  are  performed, 

euthanasia  of  feti  should  be  accomplished  as  soon  as 
possible  after  removal  from the  dam.  Neonatal  animals 
are relatively resistant to hypoxia.

44,214 

M

ASS EUTHANASIA 

Under  unusual  conditions,  such  as  disease  eradi­

cation  and  natural  disasters,  euthanasia  options  may  be 
limited.  In  these  situations,  the  most  appropriate  tech­
nique  that  minimizes  human  and  animal  health  con­
cerns  must  be  used.  These  options  include,  but  are  not 
limited  to,  CO

and  physical  methods  such  as  gunshot, 

penetrating captive bolt, and cervical dislocation. 

POSTFACE 

These guidelines summarize contemporary scientific 

knowledge on euthanasia in animals and call attention to 
the  lack  of  scientific  reports  assessing  pain,  discomfort, 
and  distress  in  animals  being  euthanatized.  Many 
reports  on  various  methods  of  euthanasia  are  either 
anecdotal,  testimonial  narratives,  or  unsubstantiated 
opinions and are, therefore, not cited in these guidelines. 
The panel strongly endorsed the need for well-designed 
experiments  to  more  fully  determine  the  extent  to 
which  each  procedure  meets  the  criteria  used  for 
judging methods of euthanasia. 

Each means of euthanasia has advantages and disad­

vantages.  It  is  unlikely  that,  for  each  situation,  any 
means  will  meet  all  desirable  criteria.  It  is  also 
impractical  for  these  guidelines  to  address  every 
potential  circumstance  in  which  animals  are  to  be 
euthanatized.  Therefore,  the  use  of  professional 
judgment is imperative. 

Failure  to  list  or  recommend  a  means  of  euthanasia 

in  these  guidelines  does  not  categorically  condemn  its 
use.  There  may  occasionally  be  special  circumstances 
or situations in which other means may be acceptable. 
For  research  animals,  these  exceptions  should  be  care­
fully  considered  by  the  attending  veterinarian  and  the 
Institutional  Animal  Care and  Use  Committee. In  other 
settings, professional judgment should be used. 

The  panel  discouraged  the  use  of  unapproved 

products  for  euthanasia,  unless  the  product  has  a 
clearly 

understood 

mechanism 

of 

action 

and 

pharmacokinetics, and studies published in the literature 
that  scientifically  verify  and  justify  its  use.  Those 
responsible  for  euthanasia  decisions  have  a  critically 
important  responsibility  to  carefully  assess  any  new 
technique,  method, or  device,  using the panel’s criteria. 
In  the  absence  of  definitive  proof  or  reasonable 
expectation, the best interest of the animal should guide 
the decision process. 

References cited in these guidelines do not represent 

a  comprehensive  bibliography  on  all  methods  of 
euthanasia.  Persons  interested  in  additional  informa­
tion  on  a  particular  aspect  of  animal  euthanasia  are 
encouraged  to  contact  the  Animal  Welfare  Information 
Center,  National  Agricultural  Library,  10301  Baltimore 
Blvd, Beltsville, MD 20705. 

The  AVMA  is  fully  committed  to  the  concept  that, 

whenever  it  becomes  necessary  to  kill  any  animal  for 
any  reason  whatsoever,  death  should  be  induced  as 
painlessly  and  quickly  as  possible.  It  was  the  Panel’s 
charge to develop  workable guidelines for veterinarians 
needing to  address this problem,  and  it is  the  AVMA’s 
sincere  desire  that  these  guidelines  be  used  consci­
entiously  by  all  animal  care  providers.  We  consider 
these  guidelines  to  be  a  work  in  progress  with  new 
editions  warranted  as  results  of  more  scientific  studies 
are published. 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

22 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

REFERENCES

1. 

Andrews EJ, Bennet BT, Clark JD, et al. 1993 Report on the 

AVMA panel on euthanasia. 

J Am Vet Med Assoc 

1993; 202: 230–247. 

2. 

Webster’s ninth new collegiate dictionary. 

Springfield: 

Merriam-Webster Inc, 1990. 

3. 

Wall PD. Defining pain in animals. In: Short CE, Poznak AV, 

eds. 

Animal pain. 

New York: Churchill-Livingstone Inc, 1992; 63–79. 

4. 

Vierck CJ, Cooper BY, Ritz LA, et al. Inference of pain sen­

sitivity from complex behaviors of laboratory animals.In: Chapman 
CR, Loeser JD, eds. 

Issues in pain measurement. 

New York: Raven 

Press, 1989; 93–115. 

5. 

Breazile JE, Kitchell RL. Euthanasia for laboratory animals. 

Fed Proc 

1969; 28:1577–1579. 

6. 

Zimmerman M. Neurobiological concepts of pain, its 

assessment and therapy. In: Bromm B, ed. 

Pain measurement in man: 

neurophysiological correlates of pain. 

Amsterdam: Elsevier Publishing 

Co, 1984; 15–35. 

7. 

Kitchell RL, Erickson NH, Carstens E, et al, eds. 

Animal 

pain: perception and alleviation. 

Bethesda: American Physiological 

Society, 1983. 

8. 

Kitchen N, Aronson AL, Bittle JL, et al. Panel report on the 

colloquium on recognition and alleviation of animal pain and dis­
tress. 

J Am Vet Med Assoc 

1987; 191:1186–1191. 

9. 

National Research Council. 

Recognition and alleviation of 

pain and distress in laboratory animals. 

Washington, DC: National 

Academy Press, 1992. 

10.  Breazile JE. Physiologic basis and consequences of distress 

in animals. 

J Am Vet Med Assoc 

1987; 191:1212–1215. 

11.  McMillan FD. Comfort as the primary goal in veterinary 

medical practice. 

J Am Vet Med Assoc 

1 998; 

212: 1370–1374. 

12.  Grier RL, Clovin TL. 

Euthanasia guide (for animal shelters). 

Ames, Iowa: Moss Creek Publications, 1990. 

13.  Cooper JE, Ewbank R, Platt C, et al. 

Euthanasia of amphib­

ians and reptiles. 

London: UFAW/WSPA, 1989. 

14.  Greyhavens 

T. Handbook of pentobarbital euthanasia

Salem, Ore: Humane Society of Willamette Valley, 1989; 1–126. 

15. 

Operational guide for animal care and control agencies

Denver: American Humane Association, 1988. 

16.  Fowler ME, Miller RE, eds. 

Zoo and wild animal medicine: 

current therapy 4

. Philadelphia: WB Saunders Co, 1999; 1–747. 

17. 

Clark R, Jessup DA. 

Wildlife restraint series

. Salinas, Calif: 

International Wildlife Veterinary Services Inc, 1992. 

18.  Kreeger T. 

Handbook of wildlife chemical immobilization

Laramie, Wyo: Wildlife Veterinary Services Inc, 1996. 

19.  Nielsen L. 

Chemical immobilization of wild and exotic ani­

mals

. Ames, Iowa: Iowa State University Press, 1999. 

20.  McKenzie A, ed. 

The capture and care manual

. South 

Africa: Wildlife Decision Support Services/The South African 
Veterinary Foundation, 1993. 

21.  Amass K, Neilsen L, Brunson D. 

Chemical immobilization of 

animals

. Mount Horeb, Wis: Safe-Capture International Inc, 1999. 

22.  Humane slaughter regulations. 

Fed Reg 

1979; 44: 68809– 

68817. 

23.  Grandin T. Observations of cattle behavior applied to design 

of cattle-handling facilities. 

Appl Anim Ethol 

1980; 6:1 9–31. 

24.  Grandin T. Pig behavior studies applied to slaughter-plant 

design. 

Appl Anim Ethol 

1982; 9:141–15 1. 

25.  Grandin T. Farm animal welfare during handling, transport, 

and slaughter. 

J Am Vet Med Assoc 

1994; 204:372–377. 

26.  Grandin T. Objective scoring of animal handling and 

stunning practices at slaughter plants. 

J Am Vet Med Assoc 

1998; 212: 

36–39. 

27.  Grandin T. Effect of animal welfare audits of slaughter plants 

by a major fast food company on cattle handling and slaughter 
practices. 

J Am Vet Med Assoc 2000

; 216:848–851. 

28.  Tannenbaum J. Issues in companion animal practice. In: 

Veterinary ethics

. Baltimore: The Williams & Wilkins Co, 1 989; 

208–225. 

29.  Rollin BE. Ethical question of the month. 

Can Vet J 

1992; 

33:7–8. 

30.  Ramsey EC, Wetzel RW. Comparison of five regimens for 

oral administration of medication to induce sedation in dogs prior to 
euthanasia. 

J Am Vet Med Assoc 

1998; 213:240–242. 

31.  Wetzel RW, Ramsay EC. Comparison of four regimens for 

oral administration of medication to induce sedation in cats prior to 
euthanasia. 

J Am Vet Med Assoc 

1998; 213:243–245. 

32.  Beaver BV. 

Feline behavior: a guide for veterinarians

Philadelphia: WB Saunders Co, 1992; 1–276. 

33.  Houpt KA. 

Domestic animal behavior for veterinarians and 

animal scientists

. 3rd ed. Ames, Iowa: Iowa State University Press, 

1998; 1–495. 

34.  Hart BL. 

The behavior of domestic animals

. New York: WH 

Freeman & Co, 1985; 1–390. 

35.  Beaver BV. 

Canine behavior: a guide for veterinarians

Philadelphia: WB Saunders Co, 1999; 1–355. 

36.  Beaver BV. 

The veterinarian’s encyclopedia of animal 

behavior

. Ames, Iowa: Iowa State University Press, 1994; 1–307. 

37.  Schafer M. 

The language of the horse: habits and forms of 

expression

. New York: Arco Publishing Co, 1975; 1–187. 

38.  Hart LA, Hart BL, Mader B. Humane euthanasia and com­

panion animal death: caring for the animal, the client, and the vet­
erinarian. 

J Am Vet Med Assoc 

1 990; 197:1292–1299. 

39.  Neiburg HA, Fischer A. 

Pet loss, a thoughtful guide for 

adults and children

. New York: Harper & Row, 1982. 

40.  Hart LA, Mader B. Pet loss support hotline: the veterinary 

students’ perspective. 

Calif Vet 

1992; Jan-Feb: 19–22. 

41.  Pet loss support hotlines (grief counseling). 

J Am Vet Med 

Assoc 

1999; 215:1804. 

42.  Arluke A. Coping with euthanasia: a case study of shelter 

culture. 

J Am Vet Med Assoc 

1991; 198:1176–1180. 

43.  Wolfle TL. Laboratory animal technicians: their role in stress 

reduction and human-companion animal bonding. 

Vet Clin North Am 

Small Anim Pract 

1985; 15:449–454. 

44.  Glass HG, Snyder FF, Webster E. The rate of decline in 

resistance to anoxia of rabbits, dogs, and guinea pigs from the onset of 
viability to adult life. 

Am J Physiol 

1944; 140:609–615. 

45.  Booth NH. Inhalant anesthetics. In: Booth NH, McDonald 

LE, eds. 

Veterinary pharmacology and therapeutics

. 6th ed. Ames, 

Iowa: Iowa State University Press, 1988; 181–211. 

46.  Wixon SK, Smiler KL. Anesthesia and analgesia in rodents. 

In: Kohn DF, Wixson SK, White WJ, et al, eds. 

Anesthesia and anal­

gesia in laboratory animals

. New York: Academic Press Inc, 1997; 

165–203. 

47.  Knigge U, Soe-Jensen P, Jorgensen H, et al. Stress-induced 

release of anterior pituitary hormones: effect of H3 receptor-mediated 
inhibition of histaminergic activity or posterior hypothalamic lesion. 

Neuroendocrin 

1999; 69:44–53. 

48.  Tinnikov AA. Responses of serum conticosterone and corti­

costeroid-binding globulin to acute and prolonged stress in the rat. 

Endocrin

e 1999; 1 1:145–150. 

49.  Zelena D, Klem DT, Barna I, et al. Alpha 2-adrenoreceptor 

subtypes regulate ACTH and beta-endorphon secretions during stress 
in the rat. 

Psychoneuroendocrin 

1999; 24:333–343. 

50.  Van Herck H, Baumans V, DeBoer SF, et al. Endocrine 

stress response in rats subjected to singular orbital puncture while 
under diethyl-ether anaesthesia. 

Lab Anim 

1991; 25:325–329. 

51. 

Humane killing of animals

. Preprint of 4th ed. South Mimms, 

Potters Bar, Herts, England: Universities Federation for Animal 
Welfare, 1988; 16–22. 

52. 

Occupational exposure to waste anesthetic gases and vapors

No. 77-140. Washington, DC: Department of Health, Education, and 
Welfare (National Institute for Occupational Safety and Health), 1977. 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

23 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

53.  Lecky JH, ed. 

Waste anesthetic gases in operating room air: 

a suggested program to reduce personnel exposure

. Park Ridge, Ill: 

The American Society of Anesthesiologists, 1983. 

54.  Simonsen HB, Thordal-Christensen AA, Ockens N. Carbon 

monoxide and carbon dioxide euthanasia of cats: duration and animal 
behavior. 

Br Vet J 

1981; 137:274–278. 

55.  Klemm WR. Carbon dioxide anesthesia in cats. 

Am J Vet Res 

1964; 25:1201–1205. 

56.  Leake CD, Waters RM. The anesthetic properties of carbon 

dioxide. 

Curr Res Anesthesiol Analg 

1929; 8:1 7–19. 

57.  Mattsson JL, Stinson JM, Clark CS. Electroencephalographic 

power—spectral changes coincident with onset of carbon dioxide 
narcosis in rhesus monkey. 

Am J Vet Res 

1972; 33:2043–2049. 

58.  Woodbury DM, Rollins LT, Gardner MD, et al. Effects of 

carbon dioxide on brain excitability and electrolytes. 

Am J Physiol 

1958; 192:79–90. 

59.  Glen JB, Scott WN. Carbon dioxide euthanasia of cats. 

Br 

Vet J 

1973; 129:471–479. 

60.  Blackmore DK, Newhook JC. The assessment of insensibility 

in sheep, calves and pigs during slaughter. In: Eikelenboom G, ed. 

Stunning of animals for slaughter

. Boston: Martinus Nijhoff 

Publishers, 1983; 13–25. 

61.  Coenen AML, Drinkenburg WHIM, Hoenderken R, et al. 

Carbon dioxide euthanasia in rats: oxygen supplementation minimizes 
signs of agitation and asphyxia

. Lab Anim 

1995; 29:262–268. 

62.  Kohler I, Meier R, Busato A, et al. Is carbon dioxide (CO2) a 

useful short acting anaesthetic for small laboratory animals? 

Lab Anim 

1998; 33:155–161. 

63.  Hoenderken R. Electrical and carbondioxide stunning of pigs 

for slaughter. In: Eikelenboom G, ed. 

Stunning of animals for 

slaughter

. Boston: Martinus Nijhoff Publishers, 1983; 59–63. 

64.  Gregory NG, Moss BW, Leeson RH. An assessment of car­

bon dioxide stunning in pigs. 

Vet Rec 

1987; 121:517–518. 

65.  Carding AH. Mass euthanasia of dogs with carbon monoxide 

and/or carbon dioxide: preliminary trials. 

J Small Anim Pract 

1968; 

9:245–259. 

66.  Britt DP. The humaneness of carbon dioxide as an agent of 

euthanasia for laboratory rodents. In: 

Euthanasia of unwanted, injured 

or diseased animals for educational or scientific purposes

. Potters 

Bar, UK: UFAW, 1987; 19–31. 

67.  Danneman PJ, Stein S, Walshaw SO. Humane and practical 

implications of using carbon dioxide mixed with oxygen for anes­
thesia or euthanasia of rats. 

Lab Anim Sci 

1997; 47:376–385. 

68.  Anton F, Euchner I, Handwerker HO. Psycophysical exam­

ination of pain induced by defined CO2 pulses applied to nasal 
mucosa. 

Pain 

1992; 49:53–60. 

69.  Raj ABM, Gregory NG. Welfare implications of gas stunning 

pigs 1. Determination of aversion to the initial inhalation of carbon 
dioxide or argon. 

Anim Welfare 

1995; 4:273–280. 

70.  Hackbarth H, Kppers N, Bohnet W. Euthanasia of rats with 

carbon dioxide-animal welfare aspects. 

Lab Anim 

2000; 34:91–96. 

71.  Raj ABM, Gregory NG. Investigation into the batch stun­

ning/killing of chickens using carbon dioxide or argon-induced 
hypoxia. 

Res Vet Sci 

1990; 49:364–366. 

72.  Hughes HC. Euthanasia of laboratory animals. In: Melby EC, 

Altman NH, eds. 

Handbook of laboratory animal science

. Vol 3. 

Cleveland, Ohio: CRC Press, 1976; 553–559. 

73.  Jaksch W. Euthanasia of day-old male chicks in the poultry 

industry. 

Int J Stud Anim Prob 

1981; 2:203–213. 

74.  Kline BE, Peckham V, Hesic HE. Some aids in handling 

large numbers of mice

. Lab Anim Care 

1963; 13:84–90. 

75.  Kocula AW, Drewniak EE, Davis LL. Experimentation with 

in-line carbon dioxide immobilization of chickens prior to slaughter. 

Poult Sci 

1961; 40:213–216. 

76.  Stone WS, Amiraian K, DueIl C, et al. Carbon dioxide anes­

thetization of guinea pigs to increase yields of blood and serum. 

Proc 

Care Panel 

1961; 11:299–303. 

77.  Euthanasia (carbon dioxide). In: 

Report and accounts 

1976­

1977. South Mimms, Potters Bar, Herts, England: Universities 
Federation for Animal Welfare, 1977; 13–14. 

78.  Hall LW. The anaesthesia and euthanasia of neonatal and 

juvenile dogs and cats. 

Vet Rec 

1972; 90:303–306. 

79.  Blackshaw JK, Fenwick DC, Beattie AW, et al. The behav­

iour of chickens, mice and rats during euthanasia with chloroform, 
carbon dioxide and ether. 

Lab Anim 

1988; 22:67–75. 

80.  Hansen NE, Creutzberg A. Simonsen HB. Euthanasia of 

mink (

Mustela vison

) by means of carbon dioxide (CO2), carbon 

monoxide (CO) and nitrogen (N2). 

Br Vet J 

1991; 147:140–146. 

81.  Hayward JS, Lisson PA. Carbon dioxide tolerance of rabbits 

and its relation to burrow fumigation. 

Aust Wildl Res 

1978; 5:253– 

261. 

82.  Bereger-Sweeney J, Berger UV, Sharma M, et al. Effects of 

carbon dioxide-induced anesthesia on cholinergic parameters in rat 
brain. 

Lab Anim Sci 

1 994; 44:369–371. 

83.  Urbanski HF, Kelly SF. Sedation by exposure to gaseous car­

bon dioxide-oxygen mixture: application to studies involving small 
laboratory animal species. 

Lab Anim Sci 

1991; 41:80–82. 

84.  Iwarsson K, Rehbinder C. A study of different euthanasia 

techniques in guinea pigs, rats, and mice. Animal response and post­
mortem findings. 

Scand J Lab Anim Sci 

1993; 20:191–205. 

85.  Hornett TD, Haynes AP. Comparison of carbon dioxide/air 

mixture and nitrogen/air mixture for the euthanasia of rodents: design 
of a system for inhalation euthanasia. 

Anim Technol 

1984; 35: 93–99. 

86.  Smith W, Harrap SB. Behavioral and cardiovascular respons­

es of rats to euthanasia using carbon dioxide gas. 

Lab Anim 

1997; 3 

1:337–346. 

87.  Hewett TA, Kovacs MS, Artwohl JE, et al. A comparison of 

euthanasia methods in rats, using carbon dioxide in prefilled and fixed 
flow rate filled chambers. 

Lab Anim Sci 

1993; 43:579–582. 

88.  Herin RA, Hall P, Fitch JW. Nitrogen inhalation as a method 

of euthanasia in dogs. 

Am J Vet Res 

1978; 39:989–991. 

89.  Noell WK, Chinn HI. Time course of failure of the visual 

pathway in rabbits during anoxia. 

Fed Proc 

1949; 8:1 19. 

90.  Vinte FJ. 

The humane killing of mink

. London: Universities 

Federation for Animal Welfare, 1957. 

91.  Stonehouse RW, Loew FM, Quine JP, et al. The euthanasia 

of dogs and cats: a statement of the humane practices committee of the 
Canadian Veterinary Medical Association. 

Can Vet J 

1978; 19: 164– 

168. 

92.  Quine JP, Buckingham W, Strunin L. Euthanasia of small 

animals with nitrogen; comparison with intravenous pentobarbital. 

Can Vet J 

1988; 29:724–726. 

93.  Raj ARM, Gregory NG, Wotton SR. Changes in the 

somatosensory evoked potentials and spontaneous electroen­
cephalogram of hens during stunning in Argon-induced anoxia. 

Br Vet 

1991; 147:322–330. 

94.  Ramsey TL, Eilmann HJ. Carbon monoxide acute and 

chronic poisoning and experimental studies. 

J Lab Clin Med 

1932; 

17:415–427. 

95.  Chalifoux A, Dallaire A. Physiologic and behavioral evalua­

tion of CO euthanasia of adult dogs. 

Am J Vet Res 

1983; 44: 2412– 

2417. 

96.  Haldane J. The action of carbonic oxide in man. 

J Physiol 

1895; 18:430–462. 

97.  Dallaire A, Chalifoux A. Premedication of dogs with ace-

promazine or pentazocine before euthanasia with carbon monoxide. 

Can J Comp Med 

1985; 49:171–178. 

98.  Lambooy E, Spanjaard W. Euthanasia of young pigs with 

carbon monoxide. 

Vet Rec 

1980; 107:59–61. 

99.  Lowe-Ponsford FL, Henry JA. Clinical aspects of carbon 

monoxide poisoning. 

Adverse Drug React Acute Poisoning Rev 

1989; 

8:217–240. 

100.  Bloom JD. Some considerations in establishing divers’ 

breathing gas purity standards for carbon monoxide. 

Aerosp Med 

1972; 43:633–636. 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

24 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

101.  Norman CA, Halton DM. Is carbon monoxide a workplace 

teratogen? A review and evaluation of the literature. 

Ann Occup Hyg 

1990; 34:335–347. 

102.  Eechter LD. Neurotoxicity of prenatal carbon monoxide 

exposure. Research report. 

Health Effects Inst 

1987; Vol: 3–22. 

103.  Wojtczak-Jaroszowa J, Kubow S. Carbon monoxide, carbon 

disulfide, lead and cadmium—four examples of occupational toxic 
agents linked to cardiovascular disease. 

Med Hypotheses 

1989; 30: 

141–150. 

104.  Noga E. 

Fish disease: diagnosis and treatment

. St. Louis: 

CV Mosby, 1996; 1–367. 

105.  Stoskopf MK. Anaesthesia. In: Brown LA, ed. 

Aquaculture 

for veterinarians: fish husbandry and medicine

. Oxford, UK: 

Pergamon Press, 1993; 161–167. 

106.  Lumb W. Euthanasia by noninhalant pharmacologic agents. 

Am Vet Med Assoc 

1974; 165:851–852. 

107.  Barbiturates. In: Ciganovich E, ed. 

Field manual of wildlife 

diseases

. US Department of the Interior/US Geological Survey, 

Biological Resources Division, Information and Technical Report 
1999-200 1. 

108.  Dennis MB, Dong WK, Weisbrod KA, et al. Use of captive 

bolt as a method of euthanasia in larger laboratory animal species. 

Lab 

Anim Sci 

1988; 38:459–462. 

109.  Blackmore DK. Energy requirements for the penetration of 

heads of domestic stock and the development of a multiple projectile. 

Vet Rec 

1985; 116:36–40. 

110.  Daly CC, Whittington PE. Investigation into the principal 

determinants of effective captive bolt stunning of sheep. 

Res Vet Sci 

1989; 46:406–408. 

111.  Clifford DH. Preanesthesia, anesthesia, analgesia, and 

euthanasia. In: Fox JG, Cohen BJ, Loew FM, eds. 

Laboratory animal 

medicine

. New York: Academic Press Inc, 1984; 528–563. 

112.  Australian Veterinary Association. Guidelines on humane 

slaughter and euthanasia. 

Aust Vet J 

1987; 64:4–7. 

113.  Carding T. Euthanasia of dogs and cats. 

Anim Reg Stud 

1977; 

1:5–21. 

114.  Longair JA, Finley GG, Laniel M-A, et al. Guidelines for 

euthanasia of domestic animals by firearms. 

Can Vet J 

1991; 32: 724– 

726. 

115.  Finnie JW. Neuroradiological aspects of experimental trau­

matic missle injury in sheep. 

N Z Vet J 

1994; 42:54–57. 

116.  Blackmore DK, Madie P, Bowling MC, et al. The use of a 

shotgun for euthanasia of stranded cetaceans. 

N Z Vet J 

1995; 43:158– 

159. 

117.  Blackmore DK, Bowling MC, Madie, P, et al. The use of a 

shotgun for emergency slaughter or euthanasia of large mature pigs. 

Z Vet J 

1995; 43:134–137. 

118.  Denicola AJ. Non-traditional techniques for management of 

overabundant deer populations. 

Wildl Soc Bull 

1997; 25:496–499. 

119.  McAninch JB, ed. Urban deer: a manageable resource? in 

Proceedings

. Symp 55th Midwest Fish Wildl Conf 1993; 1–175. 

120.  Finnie JW. Traumatic head injury in ruminant livestock. 

Aust 

Vet J 

1997; 75:204–208. 

121.  Blackmore DK, Daly CC, Cook CJ. Electroencephalographic 

studies on the nape shooting of sheep. 

N Z Vet J 

1995; 43:160–163. 

122. 

On-farm euthanasia of swine—options for the producer

Perry, Iowa: American Association of Swine Practitioners and Des 
Moines, Iowa: National Pork Producers, 1997. 

123. 

Practical euthanasia of cattle: considerations for the 

producer, livestock market operator, livestock transporter, and 
veterinarian

. Rome, Ga: American Association of Bovine 

Practitioners, 1999. 

124. 

The emergency euthanasia of horses

. Sacramento: California 

Department of Food and Agriculture and Davis, Calif: University of 
California’s Veterinary Medical Extension, 1999. 

125. 

The emergency euthanasia of sheep and goats

. Sacramento: 

California Department of Food and Agriculture and Davis, Calif: 
University of California’s Veterinary Medical Extension, 1999. 

126.  Gregory NG, Wotton SB. Comparison of neck dislocation 

and percussion of the head on visual evoked responses in the chick­
en’s brain. 

Vet Rec 

1990; 126:570–572. 

127.  Vanderwolf CH, Buzak DP, Cain RK, et al. Neocortical and 

hippocampal electrical activity following decapitation in the rat. 

Brain 

Res 

1988; 451:340–344. 

128.  Derr RF. Pain perception in decapitated rat brain. 

Life Sci 

1991; 49:1399–1402. 

129.  Holson RR. Euthanasia by decapitation: evidence that this 

technique produces prompt, painless unconsciousness in laboratory 
rodents. 

Neurotoxicol Teratol 

1992; 14:253–257. 

130.  Keller GL. Physical euthanasia methods. 

Lab Anim 

1982; 

11:20-26. 

131.  Feldman DB, Gupta BN. Histopathologic changes in labora­

tory animals resulting from various methods of euthanasia. 

Lab Anim 

Sci 

1976; 26:218–221. 

132.  Mikeska JA, Klemm WR. EEG evaluation of humaneness of 

asphyxia and decapitation euthanasia of the laboratory rat. 

Lab Anim 

Sci 

1975; 25:175–179. 

133.  Warrington R. Electrical stunning, a review of the literature. 

Vet Bull 

1974; 44:617–628. 

134.  Lambooy E, van Voorst N. Electrocution of pigs with noti­

fiable diseases. 

Vet Q 

1986; 8:80–82. 

135.  Loftsgard G, Rraathen S, Helgebostad A. Electrical stunning 

of mink. 

Vet Rec 

1972; 91:132–134. 

136.  Hatch RC. Euthanatizing agents. In: Booth NH and 

McDonald LE, eds. 

Veterinary pharmacology and therapeutics

.6th ed. 

Ames, Iowa: Iowa State University Press, 1988; 1143–1148. 

137.  Croft PG, Hume CW. Electric stunning of sheep. 

Vet Rec 

1956; 68:318–321. 

138.  Roberts TDM. Electrocution cabinets. 

Vet Rec 

1974; 95:241– 

242. 

139.  Roberts TDM. Cortical activity in electrocuted dogs. 

Vet Rec 

1954; 66:561–567. 

140.  Anil MH, McKinstry JL. Reflexes and loss of sensibility fol­

lowing head-to-back electrical stunning in sheep. 

Vet Rec 

1991; 

128:106–107. 

141.  Stavinoha WR. Study of brain neurochemistry utilizing rapid 

inactivation of brain enzyme activity by heating and mirowave 
irradiation. In: Black CL, Stavinoha WB, Marvyama Y, eds. 

Microwave irradiation as a tool to study labile metabolites in tissue

Elmsford, NY: Pergamon Press, 1983; 1–12. 

142.  Stavinoha WB, Frazer J, Modak AT. Microwave fixation for 

the study of acetylcholine metabolism. In: Jenden DJ, ed. 

Cholinergic 

mechanisms and psychopharmacology

. New York: Plenum Publishing 

Corp, 1978; 169–179. 

143.  lkarashi Y, Marvyama Y, Stavinoha WB. Study of the use of 

the microwave magnetic field for the rapid inactivation of brain 
enzymes. 

Jpn J Pharmacol 

1984; 35:371–387. 

144.  Gaunt AS, Oring LW. 

Guidelines to the use of wild birds in 

research

. Washington DC: The Ornithological Council, 1997; 1–52. 

145.  Federal Provincial Committee for Humane Trapping. 

Final 

report: committee of the federal provincial wildlife conference

Ottawa: Canadian Wildl Service, 198 1; 1–172. 

146. 

Agreement on international humane trapping standards

. The 

European Community, the Government of Canada, and the 
Government of the Russian Federation. Department of Foreign Affairs 
and International Trade, 1997; 1–32. 

147.  Canadian General Standards Board. 

Animal (mammal) 

traps—mechanically powered, trigger-activated killing traps for use 
on land

. No. CAN/CGSB-144.1-96. Ottawa: Canadian General 

Standards Board, 1996; 1–36. 

148.  Nolan JW, Barrett MW

. Description and operation of the 

humane trapping research facility at the Alberta Environmental 
Centre

, AECV90-R3. Vegreville, AB: Alberta Environmental Centre, 

1990. 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

25 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

149. 

Animal (mammal) traps-part 4: methods for testing killing 

trap systems used on land or underwater

, TC 191, ISO/DIS 10990-4E. 

International Standardization Organization, 2000; 1–1 5. 

150.  Gilbert FF. Assessment of furbearer response to trapping 

devices. In: Chapman JA, Pursley D, eds. 

Worldwide furbearer 

conference proceedings

. Frostburg, Md: 1981;1599–1611 

151.  Proulx G, Barrett MW. Evaluation of the Bionic Trap to 

quickly kill mink (

Mustela vison

) in simulated natural environments

. J 

Wildl Dis 

1991; 27:276–280. 

152.  Proulx G, Barrett MW. Field testing of the C120 magnum 

trap for mink. 

Wildl Soc Bull 

1993; 21:421–426. 

153.  Hiltz M, Roy LD. Rating killing traps against humane trap­

ping standards using computer simulations, in 

Proceedings

. 19th 

Vertebrate Pest Conf 2000. 

154.  Proulx G, Barret M. Evaluation of the Bionic Trap to quickly 

kill fisher (

Martes pennanti

) in simulated natural environments. 

Wildl Dis 

1993; 29:310–316. 

155.  Proulx G, Pawlina IM, Wong RK. Re-evaluation of the C120 

magnum and bionic traps to humanely kill mink. 

J Wildl Dis 

1993; 

29:1 84. 

156.  Proulx G, Barrett MW, Cook SR. The C120 Magnum with 

pan trigger: a humane trap for mink (

Mustela vison

). 

J Wildl Dis 

1990; 

26:5 11–5 17. 

157.  Proulx G, Kolenosky AJ, Cole PJ. Assessment of the Kania 

trap to humanely kill red squirrels (

Tamiasciurus hudsonicus

) in 

enclosures. 

J Wildl Dis 

1993; 29:324–329. 

158.  Proulx G, Kolenosky AJ, Badry MJ, et al. Assessment of the 

Savageau 2001-8 trap to effectively kill arctic fox. 

Wildl Soc Bull 

1993; 21:132–135. 

159.  Proulx G, Kolenosky AJ, Cole PJ, et al. A humane killing 

trap for lynx (Felis lynx): the Conibear 330 with clamping bars

. J 

Wildl Dis 

1995; 1:57–61. 

160.  Proulx G, Barret MW, Cook SR. The C120 Magnum: an 

effective kill trap for marten. 

Wildl Soc Bull 

1989; 17:294–298. 

161.  Proulx G, Cook SR, Barrett MW. Assessment and prelimi­

nary development of the rotating jaw Conibear 120 trap to effectively 
kill marten (

Martes americana

). 

Can J Zool 

1989; 67:1074–1079. 

162.  Naylor BJ, Novak M. Catch efficiency and selectivity of var­

ious traps and sets used for capturing American martens. 

Wildl Soc 

Bull 

1994; 22:489–496. 

163.  Hill EP. 

Evaluation of improved traps and trapping 

techniques

. Alabama Department of Conservation and Natural 

Resources P-R Project Report W-44-5 Job IV-B: 1-19. 

164.  King CM. The effects of two types of steel traps upon cap­

tured stoats 

(Mustela erminea

). 

J Zool (Lond) 

1995; 553–554. 

165.  Cooper JE, Ewbank R, Platt C, et al. 

Euthanasia of amphib­

ians and reptiles

. London: UFAQ/WSPA, 1989. 

166.  Twitchell C, Roy LD, Gilbert FF, et al. Effectiveness of 

rotating-jaw killing traps for beaver (

Castor canadensis

), in 

Proceedings

. North Am Aquatic Furbearer Symp 1999. 

167.  Warburton B, Hall JV. Impact momentum and clamping 

force thresholds for developing standards for possum kill traps. 

N Z J 

Zool 

1995; 22:39–44. 

168.  Guidelines for the capture, handling, and care of mammals as 

approved by the American Society of Mammalogists. 

J Mammal 

1998; 79:1416–1 43 1. 

169. 

Improving animal welfare in US trapping programs

Washington, DC: International Association of Fish and Wildlife 
Agencies, 1997. 

170.  Blackmore DK. Differences in behaviour between sheep and 

cattle during slaughter. Res Vet Sci 1984; 37:223–226. 

171.  Gregory NG, Wotton SB. Time to loss of brain responsive­

ness following exsanguination in calves. 

Res Vet Sci 

1984; 37:141– 

143. 

172.  Blackmore DK. Non-penetrative percussion stunning of 

sheep and calves. 

Vet Rec 

1979; 105:372–375. 

173.  Canadian Council on Animal Care. 

Guide to the care and use 

of experimental animals

. Vol 1. Ottawa: Canadian Council on Animal 

Care, 1980. 

174.  Green CJ. Euthanasia. In: 

Animal anesthesia

. London: 

Laboratory Animals Ltd, 1979; 237-241. 

175.  Clifford DH. Preanesthesia, anesthesia, analgesia, and 

euthanasia. In: Fox JG, Cohen BJ, Loew FM, eds. 

Laboratory animal 

medicine

. Orlando: Academic Press Inc, 1984; 527–562. 

176.  Finnie JW. Neuropathologic changes produced by non-pen­

etrating percussive captive bolt stunning of cattle. 

N Z Vet J 

1995; 

43:183–185. 

177.  Gregory NG, Wotton SB. Effect of slaughter on spontaneous 

and evoked activity of the brain. 

Br Poult Sci 

198 6; 27:195–205. 

178.  Eikelenboom G, ed. 

Stunning of animals for slaughter

Boston: Martinus Nijhoff Publishers, 1983; 1–227. 

179.  Booth NH. Drug and chemical residues in the edible tissues 

of animals. In: Booth NH, McDonald LE, eds. 

Veterinary pharmacol­

ogy and therapeutics

. 6th ed. Ames, Iowa: Iowa State University 

Press, 1988; 1149–1205. 

180.  Acceptable field methods in mammalogy: preliminary 

guidelines approved by the American Society of Mammalogists. 

Mammal 

1987; 68(Suppl 4):1–18. 

181.  American Ornithologists’ Union. Report of committee on use 

of wild birds in research. 

Auk 

1988; 105(Suppl):1A–41A. 

182.  American Society of Ichthyologists and Herpetologists, 

Herpetologist League, Society for the Study of Amphibians and 
Reptiles. Guidelines for the use of live amphibians and reptiles in field 
research. 

J Herpetol 

1987; 21(suppl 4):1–14. 

183.  American Society of Ichthyologists and Herpetologists, 

American Fisheries Society, American Institute of Fisheries Research 
Biologists. Guidelines for use of fishes in field research. Copeia 

Suppl 

1987; 1–12. 

184.  Cailliet GM. 

Fishes: a field guide and laboratory manual on 

their structure, identification, and natural history

. Belmont, Calif: 

Wadsworth, 1986. 

185.  Schwartz JA, Warren R, Henderson D, et al. Captive and 

field tests of a method for immobilization and euthanasia of urban 
deer. 

Wildl Soc Bull 

1997; 25:532–541. 

186.  Zwart P, deVries HR, Cooper JE. The humane killing of fish­

es, amphibia, reptiles and birds. 

Tijdsehr Diergeneeskd 

1989; 

114:557–565. 

187.  Burns R. Considerations in the euthanasia of reptiles, fish and 

amphibians, in 

Proceedings

. AAZV, WDA, AAWV Joint Conference 

1995; 243–249. 

188.  National Research Committee on Pain and Distress in 

Laboratory Animals. 

Recognition of pain and distress in laboratory 

animals

. Washington DC: National Academy Press, 1992. 

189.  Heard DJ. Principles and techniques of anesthesia and anal­

gesia for exotic practice

. Vet Clin North Am Small Anim Pract 

1993; 

23:1301–1327. 

190.  Canadian Council on Animal Care. 

Guide to the use and care 

of experimental animals

. Vol 2. Ottawa: Association of Universities 

and Colleges of Canada, 1984; 1–16. 

191.  Harrell L. Handling euthanasia in production facilities. In: 

Schaeffer DO, Kleinow KM, Krulisch L, eds. 

The care and use of 

amphibians, reptiles and fish in research

. Bethesda, Md: Scientists 

Center for Animal Welfare, 1992; 129. 

192.  Ferguson HW. 

Systemic pathology of fish

. Ames, Iowa: Iowa 

State University Press, 1989. 

193.  Letcher J. Intracelomic use of tricaine methane sulfonate for 

anesthesia of bullfrogs (

Rana catesbeiana

) and leopard frogs (

Rana 

pipens

). 

Zoo Biol 

1992; 11:242–251. 

194.  Brown LA. Anesthesia in fish. 

Vet Clin North Am Small 

Anim Pract 

1988; 18:317–330. 

195.  Josa A, Espinosa E, Cruz JI, et al. Use of 2-phenoxyethanol 

as an anesthetic agent in goldfish (

Cyprinus carpio

). 

Vet Rec 

1992; 

131:468. 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

26 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

196.  Noga EJ. 

Fish disease. Diagnosis and treatment

. St Louis: 

Mosby, 1996. 

197.  Brannian RE, Kirk E, Williams D. Anesthetic induction of 

kinosternid turtles with halothane. 

J Zoo Anim Med 

1987; 1 8:115– 

117. 

198.  Calderwood HW. Anesthesia for reptiles. 

J Am Vet Med 

Assoc 

1971; 159:1618–1625. 

199.  Jackson OF, Cooper JE. Anesthesia and surgery. In: Cooper 

JE, Jackson OF, eds. 

Diseases of the reptilia

. Vol. 2. New York: 

Academic Press Inc, 198 1; 535–549. 

200.  Johlin JM, Moreland FB. Studies of the blood picture of the 

turtle after complete anoxia. 

J Biol Chem 

1933; 103:107–114. 

201.  Moberly WR. The metabolic responses of the common igua­

na, 

Iguana iguana

, to walking and diving. 

Comp Biochem Physiol 

1968; 27:21–32. 

202.  Storey KB. Life in a frozen state: adaptive strategies for nat­

ural freeze tolerance in amphibians and reptiles. 

Am J Physiol 

1990; 258:R559–R568. 

203.  Burns R, McMahan B. Euthanasia methods for ectothermic 

vertebrates. In: Bonagura JD, ed. 

Continuing veterinary therapy XII

Philadelphia: WB Saunders Co, 1995; 1379–1381. 

204.  Cooper JE, Ewbank R, Platt C, et al. 

Euthanasia of 

amphibians and reptiles

. London: Universities Federation for Animal 

Welfare and World Society for the Protection of Animals, 1989. 

205.  Zwart P, deVries HR, Cooper JE. Humane methods of killing 

fish, amphibians and birds. 

Tijdschr Diergeneedkd 

1989; 114:557– 

565. 

206.  Martin B. Evaluation of hypothermia for anesthesia in rep­

tiles and amphibians. 

ILAR News 

1995; 37:186–190. 

207.  Suckow MA, Terril LA, Grigdesby CF, et al. Evaluation of 

hypothermia-induced analgesia and influence of opioid antagonists in 
Leopard frogs (

Rana pipiens

). 

Pharmacol Biochem Behav 

1999; 63: 

39–43. 

208.  Schaffer DO. Anesthesia and analgesia in nontraditional 

laboratory animal species. In: Kohn DF, Wixson SK, White WJ, et al. 
eds. 

Anesthesia and analgesia in laboratory animals

. San Diego: 

Academic Press Inc, 1997; 337–378. 

209.  Greer LL, Rowles T. Euthanasia. In: Dierauf LA, ed.

CRC 

handbook of marine mammal medicine: health, disease, and 
rehabilitation. 

2nd ed. Boca Raton, Fla: CRC Press, in press. 

210.  Blackmore DK, Madie P, Bowling MC, et al. The use of a 

shotgun for euthanasia of stranded cetaceans. 

N Z Vet J 

1995; 43:158– 

159. 

211.  Hyman J. Euthanasia in marine animals. In: Dierauf LA, ed. 

CRC handbook of marine mammal medicine: health, disease, and 
rehabilitation

. Boca Raton, Fla: CRC Press, 1990; 265–266. 

212.  Lambooy E, Roelofs JA, Van Voorst N. Euthanasia of mink 

with carbon monoxide. 

Vet Rec 

1985; 116:416. 

213.  Recommended code of practice for the care and handling of 

mink. Ottawa: Agriculture Canada, 1988; 1–17. 

214.  Singer D. Neonatal tolerance to hypoxia: a comparative-

physiological approach. 

Comp Biochem Physiol 

1999; 123:221–234. 

215.  Ludders JW, Schmidt RH, Dein J, et al. Drowning is not 

euthanasia. 

Wildlife Soc Bull 

1999;27(3):1 

216.  Amass KD, Beaver BV, Bennet BT, et al. 2000 Report of the 

AVMA panel on euthanasia. 

J Am Vet Med Assoc 

2001; 218:669–696. 

217.  American Association of Avian Pathologists Animal Welfare 

and Management Practices Committee. 

Review of mechanical 

euthanasia of day-old poultry

. Athens, Ga: American Association of 

Avian Pathologists, 2005. 

218.  Jaksch W. Euthanasia of day-old male chicks in the poultry 

industry. 

Int J Stud Anim Prob 

1981; 2:203-213. 

219.  Lambooij E, Pieterse C. Alternative stunning methods for 

poultry. ID-DLO report No. 97.037. In: Lambooij E, ed. 

Proceedings 

satellite symposium: alternative stunning methods for poultry

Lelystad, Netherlands: Institute for Animal Science & Health, 1997; 
7-14. 

220.  Federation of Animal Science Societies. 

Guide for the care 

and use of agricultural animals in agricultural research and teaching

Savoy, Ill: Federation of Animal Science Societies, 1999. 

221.  Agriculture Canada. 

Recommended code of practice for the 

care and handling of poultry from hatchery to processing plant

Publication 1757/E. 1989. Ottawa: Agriculture Canada, 1989. 

222.  World Organization for Animal Health (OIE). 

Terrestrial 

animal health code, appendix 3.7.6: guidelines for the killing of 
animals for disease control purposes

. Paris: World Organization for 

Animal Health (OIE), 2006. 

223.  European Council. 

European Council Directive 93/119/EC of 

22 December 1993 on the protection of animals at the time of 
slaughter or killing. Annex G: killing of surplus chicks and embryos in 
hatchery waste

. Brussels: European Council, 1993 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

27 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

background image

_______________________________________________________________________________________________________________________________________________ 

Appendix 1—Agents and methods of euthanasia by species 

Agents and methods of euthanasia by species (refer to Appendix 4 for unacceptable agents and methods.) 

Species 

Acceptable* 

(refer to Appendix 2 and text for details) 

Conditionally acceptable† 

(refer to Appendix 3 and text for details) 

Amphibians 

Barbiturates, inhalant anesthetics (in appropriate species), CO

2

, CO, tricaine 

methane sulfonate (TMS, MS 222), benzocaine hydrochloride, double pithing 

Penetrating captive bolt, gunshot, stunning and 
decapitation, decapitation and pithing 

Birds 

Barbiturates, inhalant anesthetics, CO

2

, CO, gunshot  (free-ranging only) 

N

2

, Ar, cervical dislocation, decapitation, thoracic 

compression (small, free-ranging only), maceration 
(chicks, poults, and pipped eggs only) 

Cats 

Barbiturates, inhalant anesthetics, CO

2

, CO, potassium chloride in conjunction 

with general anesthesia 

N

2

, Ar 

Dogs 

Barbiturates, inhalant anesthetics, CO

2

, CO, potassium chloride in conjunction 

with general anesthesia 

N

2

, Ar, penetrating captive bolt, electrocution 

Fish 

Barbiturates, inhalant anesthetics, CO

2

, tricaine methane sulfonate (TMS, MS 

222), benzocaine hydrochloride, 2-phenoxyethanol 

Decapitation and pithing, stunning and 
decapitation/pithing 

Horses 

Barbiturates, potassium chloride in conjunction with general anesthesia, 
penetrating captive bolt 

Chloral hydrate (IV, after sedation), gunshot, 
electrocution 

Marine mammals 

Barbiturates, etorphine hydrochloride 

Gunshot (cetaceans < 4 meters long) 

Mink, fox, and other mammals 
produced for fur 

Barbiturates, inhalant anesthetics, CO

(mink require high concentrations for 

euthanasia without supplemental agents), CO, potassium chloride in 
conjunction with general anesthesia 

N

2

, Ar, electrocution followed by cervical dislocation 

Nonhuman primates 

Barbiturates 

Inhalant anesthetics, CO

2

, CO, N

2

, Ar 

Rabbits 

Barbiturates, inhalant anesthetics, CO

2

, CO, potassium chloride in conjunction 

with general anesthesia 

N

2

, Ar, cervical dislocation (< 1 kg), decapitation, 

penetrating captive bolt 

Reptiles 

Barbiturates, inhalant anesthetics (in appropriate species), CO

(in appropriate 

species) 

Penetrating captive bolt, gunshot, decapitation and 
pithing, stunning and decapitation 

Continued on next page 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

28 

background image

_______________________________________________________________________________________________________________________________________________ 

Species 

Acceptable* 

(refer to Appendix 2 and text for details) 

Conditionally acceptable† 

(refer to Appendix 3 and text for details) 

Rodents and other small mammals 

Barbiturates, inhalant anesthetics, CO

2

, CO, potassium chloride in conjunction 

with general anesthesia, microwave irradiation 

Methoxyflurane, ether, N

2

, Ar, cervical dislocation (rats < 

200 g), decapitation 

Ruminants 

Barbiturates, potassium chloride in conjunction with general anesthesia, 
penetrating captive bolt 

Chloral hydrate (IV, after sedation), gunshot, 
electrocution 

Swine 

Barbiturates, CO

2

, potassium chloride in conjunction with general anesthesia, 

penetrating captive bolt 

Inhalant anesthetics, CO, chloral hydrate (IV, after 
sedation), gunshot, electrocution, blow to the head (< 3 
weeks of age) 

Zoo animals 

Barbiturates, inhalant anesthetics, CO

2

, CO, potassium chloride in conjunction 

with general anesthesia 

N

2

, Ar, penetrating captive bolt, gunshot 

Free-ranging wildlife 

Barbiturates IV or IP, inhalant anesthetics, potassium chloride in conjunction 
with general anesthesia 

CO

2

, CO, N

2

, Ar, penetrating captive bolt, gunshot, kill 

traps (scientifically tested) 

* Acceptable methods are those that consistently produce a humane death when used as the sole means of euthanasia. 

†Conditionally acceptable methods are those that by the nature of the technique or because of greater potential for operator error or safety hazards might not consistently produce 

humane death or are methods not well documented in the scientific literature. 

AVMA Guidelines on Euthanasia

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia)

29 

background image

_______________________________________________________________________________________________________________________________________________ 

Appendix 2—Acceptable agents and methods of euthanasia 

Acceptable agents and methods of euthanasia—characteristics and modes of action (refer to text for details) 

Agent 

Classification 

Mode of action 

Rapidity 

Ease of 

performance 

Safety for 
personnel 

Species suitability 

Efficacy and 

comments 

Barbiturates 

Hypoxia 
attributable to 
depression of vital 
centers 

Direct depression 
of cerebral cortex, 
subcortical 
structures, and vital 
centers; direct 
depression of heart 
muscle 

Rapid onset of 
anesthesia 

Animal must be 
restrained; 
personnel must be 
skilled to perform 
IV injection 

Safe except human 
abuse potential; 
DEA-controlled 
substance 

Most species 

Highly effective 
when appropriately 
administered; 
acceptable IP in 
small animals and 
IV 

Benzocaine 
hydrochloride 

Hypoxia 
attributable to 
depression of vital 
centers 

Depression of CNS 

Very rapid, 
depending on dose 

Easily used 

Safe 

Fish, amphibians 

Effective but 
expensive 

Carbon dioxide 
(bottled gas only) 

Hypoxia 
attributable to 
depression of vital 
centers 

Direct depression 
of cerebral cortex, 
subcortical 
structures, and vital 
centers; direct 
depression of heart 
muscle 

Moderately rapid 

Used in closed 
container 

Minimal hazard 

Small laboratory 
animals, birds, cats, 
small dogs, rabbits, 
mink (high 
concentrations 
required), zoo 
animals, 
amphibians, fish, 
some reptiles, 
swine 

Effective, but time 
required may be 
prolonged in 
immature and 
neonatal animals 

Carbon monoxide 
(bottled gas only) 

Hypoxia 

Combines with 
hemoglobin, 
preventing its 
combination with 
oxygen 

Moderate onset 
time, but insidious 
so animal is 
unaware of onset 

Requires 
appropriately 
maintained 
equipment 

Extremely 
hazardous, toxic, 
and difficult to 
detect 

Most small species 
including dogs, 
cats, rodents, mink, 
chinchillas, birds, 
reptiles, 
amphibians, zoo 
animals, rabbits 

Effective; 
acceptable only 
when equipment is 
properly designed 
and operated 

Continued on next page 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

30 

background image

_______________________________________________________________________________________________________________________________________________ 

Agent 

Classification 

Mode of action 

Rapidity 

Ease of 

performance 

Safety for 
personnel 

Species suitability 

Efficacy and 

comments 

Inhalant anesthetics 

Hypoxia 
attributable to 
depression of vital 
centers 

Direct depression 
of cerebral cortex, 
subcortical 
structures, and vital 
centers 

Moderately rapid 
onset of anesthesia, 
excitation may 
develop during 

induction 

Easily performed 
with closed 
container; can be 
administered to 
large animals by 
means of a mask 

Must be properly 
scavenged or 
vented to minimize 
exposure to 
personnel 

Some amphibians, 
birds, cats, dogs, 
furbearing animals, 
rabbits, some 
reptiles, rodents 
and other small 
mammals, zoo 
animals, fish, free-
ranging wildlife 

Highly effective 
provided that 
subject is 
sufficiently 
exposed; either is 
conditionally 
acceptable 

Microwave 
irradiation 

Brain enzyme 
inactivation 

Direct inactivation 
of brain enzymes 
by rapid heating of 
brain 

Very rapid 

Requires training 
and highly 
specialized 
equipment 

Safe 

Mice, rats 

Highly effective for 
special needs 

Penetrating captive 
bolt 

Physical damage to 
brain 

Direct concussion 
of brain tissue 

Rapid 

Requires skill, 
adequate restraint, 
and proper 
placement of 
captive bolt 

Safe 

Horses, ruminants, 
swine 

Instant loss of 
consciousness, but 
motor activity may 
continue 

2-Phenoxyethanol 

Hypoxia 
attributable to 
depression of vital 
centers 

Depression of CNS 

Very rapid, 
depending on dose 

Easily used 

Safe 

Fish 

Effective but 
expensive 

Potassium chloride 
(intracardially or 
intravenously in 
conjunction with 
general anesthesia 
only) 

Hypoxia 

Direct depression 
of cerebral cortex, 
subcortical 
structures, and vital 
centers secondary 
to cardiac arrest. 

Rapid 

Requires training 
and specialized 
equipment for 
remote injection 
anesthesia, and 
ability to give IV 
injection of 
potassium chloride 

Anesthetics may be 
hazardous with 
accidental human 
exposure 

Most species 

Highly effective, 
some clonic muscle 
spasms may be 
observed 

Tricaine methane 
sulfonate (TMS, 
MS 222) 

Hypoxia 
attributable to 
depression of vital 
centers 

Depression of CNS 

Very rapid, 
depending on dose 

Easily used 

Safe 

Fish, amphibians 

Effective but 
expensive 

AVMA Guidelines on Euthanasia

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia)

31 

background image

_______________________________________________________________________________________________________________________________________________ 

Appendix 3—Conditionally acceptable agents and methods of euthanasia 

Conditionally acceptable agents and methods of euthanasia—characteristics and modes of action (refer to text for details) 

Agent 

Classification 

Mode of action 

Rapidity 

Ease of 

performance 

Safety for 
personnel 

Species suitability 

Efficacy and 

comments 

Blow to the head 

Physical damage to 
brain 

Direct concussion 
of brain tissue 

Rapid 

Requires skill, 
adequate restraint, 
and appropriate 
force 

Safe 

Young pigs <3 
weeks old 

Must be properly 
applied to be 
humane and 
effective 

Carbon dioxide 
(bottled gas only) 

Hypoxia due to 
depression of vital 
centers 

Direct depression 
of cerebral cortex, 
subcortical 
structures and vital 
centers; direct 
depression of heart 
muscle 

Moderately rapid 

Used in closed 
container 

Minimal hazard 

Nonhuman 
primates, free-
ranging wildlife 

Effective, but time 
required may be 
prolonged in 
immature and 
neonatal animals 

Carbon monoxide 
(bottled gas only) 

Hypoxia 

Combines with 
hemoglobin, 
preventing its 
combination with 
oxygen 

Moderate onset 
time, but insidious 
so animal is 
unaware of onset 

Requires 
appropriately 
maintained 
equipment 

Extremely 
hazardous, toxic, 
and difficult to 
detect 

Nonhuman 
primates, free-
ranging wildlife 

Effective; 
acceptable only 
when equipment is 
properly designed 
and operated 

Cervical dislocation  Hypoxia due to 

disruption of vital 
centers 

Direct depression 
of brain 

Moderately rapid 

Requires training 
and skill 

Safe 

Poultry, birds, 
laboratory mice, 
rats (< 200 g), 
rabbits (< 1 kg) 

Irreversible; violent 
muscle contractions 
can occur after 
cervical dislocation 

Chloral hydrate 

Hypoxia from 
depression of 
respiratory center 

Direct depression 
of brain 

Rapid 

Personnel must be 
skilled to perform 
IV injection 

Safe 

Horses, ruminants, 
swine 

Animals should be 
sedated prior to 
administration 

Continued on next page 

AVMA Guidelines on Euthanasia

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia)

32 

background image

_______________________________________________________________________________________________________________________________________________ 

Agent 

Classification 

Mode of action 

Rapidity 

Ease of 

performance 

Safety for 
personnel 

Species suitability 

Efficacy and 

comments 

Decapitation 

Hypoxia due to 
disruption of vital 
centers 

Direct depression 
of brain 

Rapid 

Requires training 
and skill 

Guillotine poses 
potential employee 
injury hazard 

Laboratory rodents; 
small rabbits; birds; 
some fish, 
amphibians, and 
reptiles (latter 3 
with pithing) 

Irreversible; violent 
muscle contraction 
can occur after 
decapitation 

Electrocution 

Hypoxia 

Direct depression 
of brain and cardiac 
fibrillation 

Can be rapid 

Not easily 
performed in all 
instances 

Hazardous to 
personnel 

Used primarily in 
sheep, swine, foxes, 
mink (with cervical 
dislocation), 
ruminants, animals 
> 5 kg 

Violent muscle 
contractions occur 
at same time as loss 
of consciousness 

Gunshot 

Hypoxia due to 
disruption of vital 
centers 

Direct concussion 
of brain tissue 

Rapid 

Requires skill and 
appropriate firearm 

May be dangerous 

Large domestic and 
zoo animals, 
reptiles, 
amphibians, 
wildlife, cetaceans 
(< 4 meters long) 

Instant loss of 
consciousness, but 
motor activity may 
continue 

Inhalant anesthetics 

Hypoxia due to 
disruption of vital 
centers 

Direct depression 
of cerebral cortex, 
subcortical 
structures, and vital 
centers 

Moderately rapid 
onset of anesthesia; 
excitation may 
develop during 
induction 

Easily performed 
with closed 
container; can be 
administered to 
large animals by 
means of a mask 

Must be properly 
scavenged or 
vented to minimize 
exposure to 
personnel; ether has 
explosive potential 
and exposure to 
ether may be 
stressful 

Nonhuman 
primates, swine; 
ether is 
conditionally 
acceptable for 
rodents and small 
mammals; 
methoxyflurane is 
conditionally 
acceptable for 
rodents and small 
mammals 

Highly effective 
provided that 
subject is 
sufficiently 
exposed 

Continued on next page 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

33 

background image

_______________________________________________________________________________________________________________________________________________ 

Agent 

Classification 

Mode of action 

Rapidity 

Ease of 

performance 

Safety for 
personnel 

Species suitability 

Efficacy and 

comments 

Nitrogen, argon 

Hypoxia 

Reduces partial 
pressure of oxygen 
available to blood 

Rapid 

Used in closed 
chamber with rapid 
filling 

Safe if used with 
ventilation 

Cats, small dogs, 
birds, rodents, 
rabbits, other small 
species, mink, zoo 
animals, nonhuman 
primates, free-
ranging wildlife 

Effective except in 
young and 
neonates; an 
effective agent, but 
other methods are 
preferable 

Penetrating captive 
bolt 

Physical damage to 
brain 

Direct concussion 
of brain tissue 

Rapid 

Requires skill, 
adequate restraint 
and proper 
placement of 
captive bolt 

Safe 

Dogs, rabbits, zoo 
animals, reptiles, 
amphibians, free-
ranging wildlife 

Instant loss of 
consciousness but 
motor activity may 
continue 

Pithing 

Hypoxia due to 
disruption of vital 
centers, physical 
damage to brain 

Trauma of brain 
and spinal cord 
tissue 

Rapid 

Easily performed 
but requires skill 

Safe 

Some ectotherms 

Effective, but death 
not immediate 
unless brain and 
spinal cord are 
pithed 

Thoracic 
compression 

Hypoxia and 
cardiac arrest 

Physical 
interference with 
cardiac and 
respiratory function 

Moderately rapid 

Requires training 

Safe 

Small- to medium-
sized free-ranging 
birds 

Apparently 
effective 

Maceration 

Physical damage to 
brain 

Direct concussion 
of brain tissue 

Rapid 

Easily performed 
with properly 
designed, 
commercially 
available 
equipment 

Safe 

Newly hatched 
chicks and poults, 
and pipped eggs 
only 

Effective when 
equipment is 
properly designed 
and operated 

AVMA Guidelines on Euthanasia

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia)

34 

background image

_______________________________________________________________________________________________________________________________________________ 

Appendix 4—Some unacceptable agents and methods of euthanasia 

Some unacceptable agents and methods of euthanasia (refer to text for details) 

Agent or method 

Comments 

Air embolism 

Air embolism may be accompanied by convulsions, opisthotonos, and vocalization. If used, it should be done only 
in anesthetized animals. 

Blow to the head 

Unacceptable for most species. 

Burning 

Chemical or thermal burning of an animal is not an acceptable method of euthanasia. 

Chloral hydrate 

Unacceptable in dogs, cats, and small mammals. 

Chloroform 

Chloroform is a known hepatotoxin and suspected carcinogen and, therefore, is extremely hazardous to personnel. 

Cyanide 

Cyanide poses an extreme danger to personnel and the manner of death is aesthetically objectionable. 

Decompression 

Decompression is unacceptable for euthanasia because of numerous disadvantages. 
(1) Many chambers are designed to produce decompression at a rate 15 to 60 times faster than that recommended 
as optimum for animals, resulting in pain and distress attributable to expanding gases trapped in body cavities. 
(2) Immature animals are tolerant of hypoxia, and longer periods of decompression are required before respiration 
ceases. 

(3) Accidental recompression, with recovery of injured animals, can occur. 
(4) Bleeding, vomiting, convulsions, urination, and defecation, which are aesthetically unpleasant, may develop in 
unconscious animals. 

Drowning 

Drowning is not a means of euthanasia and is inhumane. 

Exsanguination 

Because of the anxiety associated with extreme hypovolemia, exsanguination should be done only in sedated, 
stunned, or anesthetized animals. 

Formalin 

Direct immersion of an animal into formalin, as a means of euthanasia, is inhumane. 

Household products and solvents 

Acetone, quaternary compounds (including CCl

4

), laxatives, clove oil, dimethylketone, quaternary ammonium 

products*, antacids, and other commercial and household products or solvents are not acceptable agents for 
euthanasia. 

Continued on next page 

AVMA Guidelines on Euthanasia 

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia) 

35 

background image

_______________________________________________________________________________________________________________________________________________ 

Agent or method 

Comments 

Hypothermia 

Hypothermia is not an appropriate method of euthanasia. 

Neuromuscular blocking agents (nicotine, magnesium 
sulfate, potassiumchloride, all curariform agents) 

When used alone, these drugs all cause respiratory arrest before loss of consciousness, so the animal may perceive 
pain and distress after it is immobilized. 

Rapid freezing 

Rapid freezing as a sole means of euthanasia is not considered to be humane. If used, animals should be 
anesthetized prior to freezing. 

Smothering 

Smothering of chicks or poults in bags or containers is not acceptable. 

Strychnine 

Strychnine causes violent convulsions and painful muscle contractions. 

Stunning 

Stunning may render an animal unconscious, but it is not a method of euthanasia (except for neonatal animals with 
thin craniums). If used, it must be immediately followed by a method that ensures death. 

Tricaine methane sulfonate (TMS, MS 222) 

Should not be used for euthanasia of animals intended as food. 

*Roccal D Plus, Pharmacia & Upjohn, Kalamazoo, Michigan 

AVMA Guidelines on Euthanasia

(

Formerly the Report of the AVMA Panel on Euthanasia)

36